Katsaus Johan Back, Esko Kankuri, Tuija Ikonen, Tommi Pätilä, Juha Sinisalo, Mika Laine, Heikki Vapaatalo, Jonna Koponen, Mika Hukkanen, Seppo Ylä-Herttuala, Riitta Alitalo, Markku Kupari ja Ari Harjula Solusiirrot sydämen vajaatoiminnan hoidossa Sydämen vajaatoiminta on lääkehoidon kehityksestä huolimatta yleistyvä sairaus. Potilaan omien kantasolujen eristys ja kasvatusmenetelmien kehittymisen myötä soluterapia on löytämässä paikkansa vajaatoimintaisen sydämen hoidossa. Parhaimmillaan soluterapia tehostaa kammioiden toimintaa, lisää sydänlihaksen verenkiertoa ja pienentää vaurioaluetta. Useiden teoriassa siirtoon soveltuvien solutyyppien joukosta ovat kliiniseen käyttöön edenneet luuytimestä ja luurankolihaksesta eristetyt kantasolut. Kirurgisten toimenpiteiden kuten ohitusleikkausten yhteydessä suoritettu solujen transplantaatio suoraan sydänlihakseen on suoraviivainen, turvallinen ja kohdistettu solujensiirtotapa, mutta soluja voidaan myös ruiskuttaa suonensisäisten katetrien kautta sepelvaltimoihin tai sydänlihakseen. S ydämen vajaatoiminnan esiintyvyys on länsimaissa 1 2 % ja tapaukset keskittyvät iäkkäämpään väestönosaan. Sepelvaltimotauti, verenpainetauti ja läppäviat kattavat sen syistä noin 90 %. Diagnosoinnin jälkeen viiden vuoden kuolleisuus vajaatoimintaan on miehillä 60 % ja naisilla 45 %. Vaikka sydäninfarktin hoito on merkittävästi parantunut, yli 75 vuotiaista arviolta 8 10 % kärsii eriasteisesta sydämen vajaatoiminnasta. Väestörakenteen muuttuessa ja parantuneen konservatiivisen hoidon lisätessä vaikeastakin taudista kärsivien potilaiden eloon jäämistä arvioidaan vajaatoiminnan esiintyvyyden kasvavan noin 20 % vuoteen 2020 mennessä (Kupari ja Lommi 2004). Infarktissa hapenpuute johtaa lihassolujen kuolemaan, tulehdusreaktioon ja supistuskyvyttömän, passiivisen sidekudosarven muodostumiseen, mikä haittaa kammioiden toimintaa ja kudoksen verenkiertoa. Vaurioituneen sydänlihaksen uudistumiskyky on heikko, eikä toiminta palaudu konservatiivisella hoidolla. Ainoa parantava hoito on sydämensiirto, joita Suomessa tehdään vuosittain noin 20. Sydänlihaksen toimintaa elvyttämään on kehitteillä ja osittain jo kliinisessä käytössäkin kudosta korjaavia hoitomuotoja. Niissä pyritään korvaamaan toimimaton arpi supistumiskykyisillä soluilla tai tehostamaan kudoksen hapen ja ravinnonsaantia verisuonia muodostavilla endoteelisoluilla tai näiksi erilaistuvilla kantasoluilla. Lisäksi on löydetty sydämen oma kantasolujoukko, jonka jakautumisen stimuloimista pidetään yhtenä hoitomahdollisuutena. Autologisen soluterapian tavoitteena on korjata ja korvata esimerkiksi infarktin aiheuttama arpikudos uudella elinvoimaisella solukolla, parantaa sydämen toimintaa ja lopettaa kammioiden etenevä uudelleen muotoutuminen (remodeling). Viemällä sydämen toimimattomalle alueelle supistumiskykyisiksi lihassoluiksi erilaistuvia, luuytimestä tai luurankolihaksesta eristettyjä kantasoluja on pystytty myös korjaamaan sydämen vajaatoimintaa (ks. kuva 1 ja taulukko Duodecim 2007;123:398 405 J. Back ym.
oheisaineistossa, www.duodecim.fi/aikakauskirja).»oikean» solutyypin valinnan lisäksi haasteita ovat supistuskykyisten solujen hallittu lisääminen, vajaatoimintaan liittyvän solukuoleman vähentäminen, hibernoivien solujen aktivoiminen, arpikudoksen verisuonituksen lisääminen ja uusien solujen integrointi sähköiseen toimintaan. Parhaimmillaan hoito estäisi taudin etenemistä ja parantaisi sydämen toimintakykyä. Käyttämällä potilaan omia soluja vältetään hyljintään ja eettisiin kysymyksiin liittyviä ongelmia. Tässä katsauksessa tarkastelemme sydämen vajaatoiminnan korjaamiseen tähtäävien soluhoitojen perusteita, mahdollisuuksia ja haasteita. Katsaukseen liittyy kattava Internet-oheisaineisto, jossa käsitellään tarkemmin kliinisiä tuloksia ja solujensiirtotapoja (www.duodecim. fi/aikakauskirja). Tutkimuksen kohteena olevat solutyypit Tutkimuksen kohteena olevat solutyypit Solusiirtohoitojen onnistumiseksi on keskeistä valita siirtosolut niiden eristys ja kasvatusmenetelmän suoraviivaisuuden sekä solujen lihassolu ja/tai endoteelisolutyyppiin erilaistumiskyvyn mukaan. Eri solutyyppien kuten alkion, luuytimen tai verestä eristettyjen kantasolujen, luurankolihaksen kantasolujen (myoblastit eli satelliittisolut) tai sydämen kantasolujen laajamittaisista tutkimuksista ainoastaan luuranko Solunsiirtomenetelmät Sydämen kantasolut Perifeerisen veren kantasolut PBSC EP Transepikardiaalinen ruiskutus Kanta- ja progenitorisolujen mobilisointi Sepelvaltimoinfuusio Rasvakudoksen stroomasolut Luuytimen kantasolut HSC MSC Luurankolihaksen satelliittisolut/ myoblastit Lihasbiopsia Perkutaaniset solusiirrot Transepikardiaalinen ruiskutus Alkion kantasolut Kuva. Tutkimuksen kohteena olevat solutyypit ja solunsiirtomenetelmät. Punaiset ruiskut ja veitsi kuvaavat solujen ja kudoksen keräyskohtia tai stimulaatiohoitoja ja vaaleat ruiskut solujen antoreittejä. PBSC = perifeerisen veren kantasolut, EP = endoteelisolujen esiasteet, HSC = hematopoieettiset kantasolut, MSC = mesenkymaaliset kantasolut. Solusiirrot sydämen vajaatoiminnan hoidossa 399
Ruiskuttamalla sydämeen alkion kantasoluja saadaan tuotettua kantasoluperäisiä sydänlihassoluja lihaksen ja luuytimen kantasolut ovat edenneet kliinisiin tutkimuksiin. Alkion kantasolut. Siirrettävät solut eristetään 4 5 päivän ikäisestä alkion blastokystasta, jossa ne ovat vielä pluripotentteja eli kykeneviä erilaistumaan lähes kaikiksi solutyypeiksi. Ruiskuttamalla vajaatoimintaiseen sydämeen alkion kantasoluja saadaan tuotettua kantasoluperäisiä sydänlihassoluja, jotka sulautuvat rakenteellisesti ympäristöönsä. Solusiirrot pienentävät arpikudosta, ja sydämen toimintaa voidaan merkittävästi parantaa (Hodgson ym. 2004). Toisaalta solujen lähes äärettömän jakautumiskyvyn vuoksi teratoomien vaara on suuri ja solujen erilaistumista on vaikea hallita, puhumattakaan niiden pakottamisesta vain sydänlihassoluiksi (Tzukerman ym. 2003). Lisäksi tarvitaan elinikäistä hyljinnänestolääkitystä. Kokeellisissa tutkimuksissa havaittu toiminnallinen ja rakenteellinen hyöty ei ole johtanut potilastutkimuksiin. Alkion kantasolujen käyttöön liittyy eettisiä ongelmia, ja myös lainsäädännön rajoitukset ovat esteenä laajalle käytölle. Sydämen kantasolut. Sydänlihassolukkoa on pitkään pidetty täysin erilaistuneena ja jakautumiskyvyttömänä. Sydämestä on kuitenkin löydetty pieni määrä infarktin jälkeen jakautumaan aktivoituvia soluja, jotka muodostavat 0,08 % arpea ympäröivästä ja 0,03 % koko sydämen solukosta (Beltrami ym. 2001). Kolme eri kantasolulinjaa on eristetty (Laflamme ja Murry 2005), eikä tiettyjen merkkiantigeenien mukaan jaotelluissa solukoissa ole päällekkäisyyksiä (Laflamme ja Murry 2005). Vaikka sydämen kantasoluilta puuttuvat lihassoluille tyypilliset aktiini ja myosiiniproteiinit sekä hematopoieettisten kantasolujen pinta antigeenit (CD45 /CD34 ), ne voidaan aktivoida 5 atsasytidiinillä ilmentämään sydänlihakselle ominaisia troponiini I:tä ja sarkomeerista aktiniinia (Oh ym. 2004). Blastokystaan ruiskutetut solut sulautuvat sydänlihakseen, ja kokeellisessa infarktimallissa verenkiertoon infusoiduista soluista osa hakeutuu peri infarktialueelle (Oh ym. 2004). Kiinnostusta ovat myös herättäneet kudosten multipotentit progenitorisolut (MPC), joita on pystytty eristämään tosin vain vaatimattomia määriä mm. sydämestä, luurankolihaksesta, aivoista, munuaisista, maksasta, luuytimestä ja keuhkoista (Martin ym. 2004). Näiden abcg 2 positiivisten (ATP-binding cassette, subfamily G 2) nk. sivupopulaatiosolujen (side population cells) ajatellaan osallistuvan kudosvaurion korjaamiseen. Sydämen omien kantasolujen jakautumista kyetään ehkä aktivoimaan tulevaisuudessa, mutta niiden eristäminen ja kasvattaminen soluviljelmissä nopeaa antoa varten vaikuttaa epätodennäköiseltä. Vaikka kantasolujen pinta antigeenien tunnistuksen kehittyessä solut pystyttäisiin eristämään valikoidusti pienestäkin biopsianäytteestä, haasteeksi jäisi riittävän siirtosolukon kasvattaminen lyhyessä ajassa. Solujen jakautumisaktiivisuutta voidaan toki lisätä geeniterapian avulla (Regula ym. 2004), ja sydämen endogeenista solukkoa stimuloimalla saatetaan välttää solusiirtoihin liittyviä rytmihäiriöitä. Myoblastit. Noin 4 8 % ihmisen luurankolihassoluista on solusyklin lepovaiheessa olevia esiasteita, myoblasteja. Lihaksen vaurioituessa vapautuvat kasvutekijät ja sytokiinit aktivoivat nämä lihassolujen nuoruusmuodot jakautumaan ja muodostamaan lihassäikeitä fuusioitumalla toisiinsa ja jo olemassa oleviin säikeisiin. Solujen jakautumista ja kulkeutumista kudoksessa säätelee solukalvon tyrosiinikinaasireseptorin c Met:n aktiivisuus, jota puolestaan stimuloi hepatosyyttikasvutekijää (HGF, scatter factor) (Chen ja Goldhamer 2003). Jakautumiskykynsä, lihassolun kaltaisen fenotyyppinsä ja hapenpuutteen sietonsa vuoksi myoblastit ovat tutkituin solutyyppi ajatellen sydänarven korjaamista. Prekliinistä tutkimusta on tehty yli 15 vuoden ajan yli 30 eläinmallilla. Lupaavat tutkimustulokset johtivat ensimmäisiin myoblastisiirtoihin sydämen vajaatoiminnasta kärsiville potilaille vuonna 2000 (Menasche ym. 2003). Lihassoluiksi erilaistuvat myoblastit luontuvat sydänlihaksen korvaamiseen. Solut ovat valmiiksi hyvin jakautumiskykyisiä, ja ne on helppo 400 J. Back ym.
eristää reisilihasbiopsiasta (noin 5 10 g). Käytettäessä potilaan omia soluja vältytään hyljinnän uhalta. Koska myoblastit erilaistuvat lähes poikkeuksetta lihassoluiksi (unipotentit solut), on syöpäriski kantasolusiirtoihin verrattuna pieni. Transplantaatiota varten soluja on kasvatettava usean viikon ajan (200 800 miljoonaa solua), ja solukosta jopa 90 % saattaa karata ruiskutuskanavaa pitkin (Menasche 2004, Laflamme ja Murry 2005). Tekniikan kehitys tulevaisuudessa saattaa lisätä hoidon käytettävyyttä. Siirretyt myoblastit orientoituvat kasvamaan yhdensuuntaisesti viereisten sydänlihassolujen kanssa ja muuntuvat toiminnaltaan sydänlihassolun kaltaisiksi (Hagege ym. 2003). Solut saattavat myös stimuloida uudissuonten muodostusta (Pagani ym. 2003). Vain pieni myoblastien Spoc soluiksi (skeletal based precursors of cardiomyocytes) (Winitsky ym. 2005) nimetty alatyyppi muodostaa solu soluliitoksia kytkylevyillä, joiden aukkoliitosten kautta sähköiset impulssit johtuvat solusta toiseen. Poikkeuksena myoblastien valtaosaan nähden nämä solut ilmentävät aukkoliitosten muodostumiseen tarvittavaa sydänlihakselle ominaista konneksiini 43:a (cnx43) ja muodostavat sydänlihassolujen kanssa supistumiskykyisiä yksiköitä (Reinecke ym. 2004). Myoblastisiirroilla on pystytty parantamaan vasemman kammion toimintaa ja infarktiarven verenvirtausta (Taylor ym. 1998, Ghostine ym. 2002). Ensimmäisen vaiheen kliiniset kokeet ovat olleet lupaavia (ks. oheisaineiston taulukko), vaikka osalla potilaista on esiintynyt rytmihäiriöitä (Pagani ym. 2003, Menasche 2004). Näissä kontrolloimattomissa tutkimuksissa ei ole pystytty selvittämään, johtuvatko rytmihäiriöt solujenruiskutustekniikan aiheuttamasta kudosvauriosta, myoblastien spontaanista supistelusta vai kyvyttömyydestä johtaa sähköisiä ärsykkeitä (Menasche ym. 2003). Myös soluviljelyssä käytetyn vasikan seerumin ksenoproteiinit saattavat laukaista hyljintäreaktion altistaen rytmihäiriöille (Chachques ym. 2004). Raportoitu myoblastien eloonjäämisosuus infarktialueella on vaihdellut suuresti eri menetelmien ja tutkijaryhmien välillä. Tutkimukset osoittavat korrelaation ruiskutettujen solujen määrän ja Solusiirrot sydämen vajaatoiminnan hoidossa sydämen parantuneen toiminnan välillä. Myoblastien vaikutusta on kuitenkin vaikea arvioida samanaikaisten revaskularisaatiotoimenpiteiden vuoksi. Tulosten varmistamiseksi tarvitaan laajempia satunnaistettuja lumekontrolloituja tutkimuksia. Luuytimen kantasolut. Luuytimen päätehtävä on tuottaa verisoluja: punasoluja, valkosoluja ja verihiutaleita. Se sisältää vaihtelevissa erilaistumisvaiheissa ja eri solutyypeiksi erilaistumassa olevia solukantoja sekä erilaistumattomia pluripotentteja kantasoluja. Lupaavat tutkimustulokset johtivat ensimmäisiin myoblastisiirtoihin sydämen vajaatoiminnasta kärsiville potilaille vuonna 2000 Luuytimen kantasolut jaetaan yleensä kahteen pääryhmään, hematopoieettisiksi ja mesenkymaalisiksi kantasoluiksi. Niiden erottamiseksi on vaihtelevalla menestyksellä käytetty solukkojen pinta antigeenien ja näiden yhdistelmien ilmentymisen eroja. Yksinkertaisimmin solutyypit erottaa niiden erilaisesta kyvystä takertua soluviljelymaljan pohjaan: mesenkymaaliset kantasolut kiinnittyvät ja hematopoieettiset eivät. Autologisessa kantasoluterapiassa potilaan omasta luuytimestä otetaan aspiraatti, josta haluttu solukanta eristetään joko soluviljelytekniikoin tai solujen pinta antigeenien avulla. Soluja voidaan kasvattaa laboratoriossa, ja viljelyn jälkeen solut toimitetaan infarktiarpeen. Molempia kantasolutyyppejä on myös veressä, jolloin puhutaan perifeerisen veren kantasoluista (peripheral blood stem cells, PBSC) (Paczkowska ym. 2005). Näiden kiertävien kantasolujen oletetaan osallistuvan erilaistuneiden kudosten huoltamiseen tuottamalla uusia soluja ja verisuonia ja jopa osallistumalla luonnolliseen paranemisprosessiin (Paczkowska ym. 2005). Luuytimen kantasoluja voidaan mobilisoida verenkiertoon kasvutekijöillä, esimerkiksi granulosyyttiryhmiä stimuloivalla kasvutekijällä (G-CSF). MAGIC tutkimuksessa sitä annettiin 27 potilaalle koronaaristentin asennuksen yhteydessä (Kang ym. 2004). Potilaiden rasituksensieto, sydänlihaksen perfuusio ja ejektiofraktio paranivat merkittävästi. Koska kasvutekijähoitoa 401
saaneiden potilaiden stentit tukkeutuivat, tutkimus jouduttiin kuitenkin keskeyttämään. Aikuisten luuytimestä, aivoista ja myös lihaksista on pystytty eristämään multipotentteja progenitorisoluja (MAPC) tyyppejä CD44, CD45, c-kit sekä MCHC I ja II (Herzog ym. 2003), jotka pystyvät telomeerinsa lyhenemättömyyden vuoksi jatkamaan jakautumistaan lähes rajattomasti (Herzog ym. 2003). Näiden solujen erilaistumista voidaan ohjata ulkoisten ärsykkeiden avulla, mutta esimerkiksi solusiirron yhteydessä oikean fenotyypin varmistamiseksi soluja joudutaan laboratoriossa esikäsittelemään ja esiohjelmoimaan mm. kasvutekijöillä. Lupaavat kliiniset raportit kantasolujen vaikutuksesta sydämen vajaatoiminnan hoidossa antavat aihetta selvittää perusteellisemmin niiden vaikutusmekanismia. Hoidon tehoa on vaikea arvioida kontrolloimattomien tutkimusten perusteella. Tutkimusten välistä vertailua vaikeuttavat myös käytettyjen solujen eristys ja viljelymenetelmien sekä solukantojen erot. Hematopoieettiset kantasolut muodostavat muutaman prosentin luuytimen solukosta, mutta ne tuottavat yli 95 % veren soluista. Nämä solut ovat hyvin jakautumiskykyisiä ja pluripotentteja (Haider ja Ashraf 2005). Veren solujen kehitys on aikaisemmin pyritty lokeroimaan tarkkarajaisesti niin, että multipotentit solut ovat linjaston yläpäässä ja tuottavat tietyiksi solutyypeiksi muuntuvia progenitorisoluja. Hiljattain on kuitenkin osoitettu hematopoieettisten solujen oletettua suurempi muuntumiskyky, jopa solujen erilaistumisen linjastosta toiseen myös yli kudosrajojen (Haider ja Ashraf 2005). Solujen muuntumisesta sydänlihassolujen kaltaisiksi on ristiriitaisia tuloksia (Balsam ym. 2004, Murry ym. 2004). Hematopoieettiset kantasolut voidaan erottaa luuytimen muusta solukosta niiden CD34 tai AC133 pinta antigeenin mukaan (Haider ja Ashraf 2005). AC133 kykenee erottamaan muusta solukosta CD34+ valkosolut ja niiden esiasteet. Tällaisella erottelulla pyritään vähentämään näytteen tulehdussolukkoa, joka infarktiarpeen ruikutettuna saattaisi haitata elpymistä (Haider ja Ashraf 2005). AC133:a ilmentävien varhaisasteen hematopoieettisten kantasolujen tai endoteliaalisten progenitorisolujen transplantaatiossa on näyttöä solujen kyvystä erilaistua uusien verisuonten endoteelisoluiksi (Rafii ja Lyden 2003). Luuytimen tukikudoksen strooman kantasolut eli mesenkymaaliset kantasolut (MSC) kykenevät muodostamaan luu, rusto, lihas sekä rasvakudosta (Pittinger ja Martin 2004). Tämä luuytimen kantasolutyyppi on kymmenesosaa harvinaisempi kuin sen hematopoieettinen vastine. Kyseisten solujen oletetaan osallistuvan luuytimen toiminnan säätelyyn mm. tuottamalla hematopoieettisia kasvutekijöitä ja sytokiineja (Laflamme ja Murry 2005). Mesenkymaalisille kantasoluille ei toistaiseksi ole löydetty spesifistä pintaproteiinia, jonka avulla ne voitaisiin eristää luuydinnäytteestä. Kantasolupopulaatioiden monimuotoisuutta kuvastaa myös se, että vain osalta näistä soluista puuttuvat hematopoieettista populaatiota kuvaavat antigeenit CD34 ja CD45. Mesenkymaalista alkuperää kuvastavat ehkä parhaiten pintaproteiinit c kit, stro 1, Thy 1 ja Sca 1 (Väänänen 2005). Mesenkymaalisten kantasolujen tiedetään muuntuvan sydänlihassolujen kaltaisiksi (Pittinger ja Martin 2004). Altistamalla viljeltävät solut 5 atsasytidiinille voidaan solujen välille muodostaa kytkylevyjä ja saada solut kehittämään lihassäikeitä. Näin käsitellyissä viljelmissä on parin viikon kuluttua havaittavissa solujen spontaania supistelua, joka kolmen viikon kuluttua synkronoituu. Viikkoa myöhemmin rytmi muistuttaa sinusrytmiä ja havaitaan myös kammiorytmiä. Kliinisiä tutkimuksia estää tosin 5 atsasytidiinin sytotoksisuus ja mutageenisuus. Laskimoon ruiskutetut mesenkymaaliset kantasolut hakeutuvat sydämeen vaurioalueelle, jonka olosuhteiden uskotaan ohjaavan solujen erilaistumista sydänlihassoluiksi (Pittinger ja Martin 2004). Vanha ja passiivinen arpikudos saattaa tosin epäedullisesti stimuloida solujen muuttumista sidekudossoluiksi (Chachques ym. 2004). Tuoreella infarktialueella esiintyy spontaanistikin mononukleaarisia soluja (sca 1+, CD117+) (Massa ym. 2005), mutta on epäselvää, ovatko kyseessä luuytimestä migroituneet vai sydämen omat proliferoituvat kantasolut. Lisäksi on havaittu, että arpeen ruiskutetut so 402 J. Back ym.
lut lisäävät verisuonten muodostusta tuottamalla angiogeneettisiä tekijöitä ja antiapoptoottisia sytokiineja, joiden ekspressiota vaurioalueen hypoksia lisää (Wollert ja Drexler 2005). Hapenpuutteisessa ympäristössä solut erilaistuvat osittain itsekin endoteelisoluiksi lisäten myös näin uudisverisuoniston muodostusta (Wollert ja Drexler 2005). Mesenkymaalisten kantasolujen siirrot parantavat infarktialueen seinämän supistuvuutta ja estävän siten muiden sydänlihasalueiden kompensatorista uudelleen muotoutumista (Pittenger ja Martin 2004). Edelleen on kuitenkin osoittamatta, miksi kantasoluhoito parantaa sydämen toimintaa, miksi infarktialueen seinämä paksuuntuu ja infarktiarpi pienenee ja miten solut onnistuvat hakeutumaan infarktialueelle. Tutkimustulosten tulkintaa vaikeuttaa lisäksi epäselvyys siitä, mitä luuytimen kantasolufraktiota on käytetty (erotusmenetelmien erot, käytettyjen vasta aineiden spesifisyys ja affiniteettierot ym.). Kliinisistä tutkimuksista vain harva on voitu suorittaa rikastetulla ja karakterisoidulla fraktiolla kontrolloidusti. Veren endoteeliprogenitorisolut ja rasvakudoksen stroomasolut. Sydäninfarktin kaltainen kudostuho vaurioittaa laajasti koko kohdealueen solukkoa. Angiogeneesiä stimuloivien kasvutekijöiden ja veressä kiertävien luuytimen kantasolujen osuus on keskeinen iskeemisen kudosvaurion regeneraatiossa. Perifeerisestä verestä on eristetty eräs PBMC kantasolujen alaryhmä endoteeliprogenitorisoluja (EP soluja), jotka sisältävät hematopoieettisille soluille tyypillisiä pinta antigeeneja (AC133) ja endoteelispesifisen markkerin VEGF A reseptorin (VEGFR- 2/KDR/Flk-1) (Urbich ym. 2005). Nämä solut kykenevät muodostamaan verisuonia, ja ne tuottavat endoteelikasvutekijää (VEGF) (Urbich ym. 2005). Mielenkiintoinen havainto on, että vaikka EP solujen määrä on vähentynyt sepelvaltimotautia ja sydämen vajaatoimintaa sairastavilla, solujen toiminta paranee statiinihoidon vaikutuksesta (Spyridopoulos ym. 2004). Endoteelin häiriöt, verisuonitaudit ja kiertävien EP-solujen määrä liittyvätkin tiiviisti yhteen (Hill ym. 2003). EP solujen kyky sietää oksidatiivista stressiä saattaa olla parempi kuin muiden kantasolujen, ja näin ollen ne selviäisivät paremmin vapaita radikaaleja tuottavalla infarktialueella (Dernbach ym. 2004). Lisäksi näitä soluja voidaan mobilisoida luuytimestä perifeeriseen verenkiertoon käyttämällä G CSF stimulaatiota (Kang ym. 2004). Hakeutuessaan iskeemiseen sydänlihakseen EP solut stimuloivat angiogeneesiä ja sydämen progenitorisolujen jakautumista (Urbich ym. 2005). Osalla rasvakudoksen tukisoluista on pluripotentti kyky erilaistua mesenkymaalisiksi solutyypeiksi, kuten rasvasoluiksi, osteoblasteiksi, rustosoluiksi, lihassoluiksi, sydänlihassoluiksi ja hermosoluiksi (Zuk ym. 2002). Ne ovat fenotyypiltään luuytimen mesenkymaalisten kantasolujen kaltaisia, mutta niillä on parempi regeneraatiokyky (De Ugarte ym. 2003). Näiden solujen on osoitettu pystyvän käynnistämään hematopoieesin luuytimen tuhoutumisen jälkeen, lisäävän uudisverisuonitusta lihasiskemian jälkeen ja palauttavan lihaksen toimintaa (de Muinck ym. 2006). Rasvakudoksen kerääminen on helppoa, eikä se aiheuta toiminnallista haittaa luovuttajakudokseen. Kliinisten tutkimusten tuloksia rasvakudoksesta eristettyjen kantasolujen siirroista odotetaan innolla. y d i n a s i a t Soluterapia on intensiivisen tutkimustyön kohteena sydämen vajaatoiminnassa. Potilaan omia (kanta)soluja ja niiden lyhytaikaista kasvatusta tultaneen hyödyntämään lähitulevaisuudessa laajalti sydämen ja muiden kudosten toiminnan parantamisessa ja kudosvaurioiden hoidossa. Sydämeen siirrettävät kantasolut eristetään tavallisimmin luuytimestä tai luurankolihaksesta. Siirrettäviä soluja toivotaan voitavan käyttää kontrolloidusti ja kohdistetusti geeniterapian välineinä. Solusiirrot sydämen vajaatoiminnan hoidossa 403
Solut geeniterapian välineinä Vaikka geeniterapiamenetelmät ovat kehittyneet, niiden kliininen käyttö on vielä vähäistä. Lyhytaikaisen geeniekspression mahdollistavista adenovirusvektoreista on edetty lentivirusvektoreihin, jotka vievät kohdegeenin osaksi vastaanottajasolun perimää ja mahdollistavat pitkäkestoisen geeniterapian (Kootstra ja Verma 2002). Lentivirusvektoreiden kliiniseen käyttöön saattaa liittyä eettisiä ongelmia, sillä niiden sekvenssi sisältää esimerkiksi HIV 1:n perimää (Kootstra ja Verma 2002). Geeniterapian teho voidaan kohdentaa haluttuihin soluihin käyttämällä laboratoriossa kasvatettavia potilaan soluja hoitogeenien kuljettimina. Terapeuttisen geenin luentatehokkuutta on mahdollista kontrolloida ja viruksen teoreettinen mahdollisuus muuttua taudinaiheuttajaksi sulkea pois ennen solusiirtoa. Geenien luentaa voidaan aktivoida tai estää esimerkiksi tetrasykliiniperheen antibiootilla (Koponen ym. 2003). Potilaiden omien solujen geneettiseen muokkaukseen liittyy eettisiä haasteita, vaikka geeniterapian anto soluhoitoon yhdistettynä rajaakin vektoreiden käytön vain laboratorio olosuhteisiin ja kasvatettavaan solupopulaatioon. Yleensä infarktin aiheuttamassa sydämen vajaatoiminnassa arpialue on metabolisesti toimimaton. Tällainen ympäristö ei houkuttele siirrettyjä soluja jakautumaan eikä anna edellytyksiä solujen pitkäaikaiselle selviämiselle. Tuottamalla tiettyä kasvutekijää, esimerkiksi HGF:ää, voidaan edistää siirrettyjen solujen jakautumista infarktialueelle. Hapenpuutteesta kärsivillä alueilla uudissuonitusta lisäävillä kasvutekijöillä on tärkeä rooli metabolisen tilanteen parantamisessa (Kastrup 2003, Pätilä ym. 2006). Lisäksi esimerkiksi HGF:n ja insuliininkaltaisen kasvutekijän (IGF) on osoitettu stimuloivan sydämen omia kantasoluja (Linke ym. 2005). Vajaatoimintaisen sydämen erittämien sytokiinien ja kasvutekijöiden tehoa on mahdollista vähentää esimerkiksi muuntamalla siirtosolut tuottamaan sytokiinien vastavaikuttajia (Murtuza ym. 2004). Terapeuttinen geeni voi myös säädellä siirrettävien solujen jakautumista ja erilaistumista (Germani ym. 2003). Lopuksi Solusiirtojen avulla sydänlihakseen tuodaan supistumiskykyisiä soluja, stimuloidaan sydämen omien kantasolujen toimintaa sekä lisätään kudoksen verenkiertoa ja ravinnonsaantia. Veren solukkoa muodostavien hematopoieettisten kantasolujen tärkeimpänä vaikutuksena pidetään uudissuonten muodostusta kohdekudoksessa. Kunkin kudoksen tukikudoksessa on soluja, joiden erilaistumiskyky on erilainen kuin luuytimen hematopoieettisen kantasolukon. Nämä luuytimen tai rasvakudoksen mesenkymaaliset kantasolut tai lihaskudoksen (myoblastit) saattavat olla paras solukko regeneroitaessa supistumiskykyistä lihaskudosta. Näiden solujen ensifenotyyppi viljelyolosuhteissa muistuttaa jo kasvutavaltaan lihassolua, vaikka niiden jakautumisaktiivisuus on huomattavasti heikompi verrattuna hematopoieettiseen solukkoon. On kuitenkin muistettava, että nopeasti jakautuvat solukot ovat alttiimpia mutaatioille. Nykyisten kantasolujeneristysmenetelmien avulla saadaan parhaassakin tapauksessa useita eri solutyyppejä sisältävä näyte. Ihanteellisinta olisi, jos tietty kudos tai solukko ja käytetty soluneristysmenetelmä tuottaisivat vain yhden rikastetun solukannan, joka siirretään heti eristyksen jälkeen. Kantasolujen suhteellinen vähyys aiheuttaa kuitenkin tarpeen kasvattaa eristettyä solukkoa laboratorio olosuhteissa ennen solusiirtoa. Nykyisillä menetelmillä riittävä määrä mesenkymaalisia soluja kasvaa kolmessa neljässä viikossa, joten ne sopivat käytettäviksi vain elektiivisesti. Autologiset kantasolusiirrot ovat uusi lupaava hoito sydämen vajaatoiminnassa ja sen ehkäisyssä. Hoitomenetelmien tehosta tarvitaan lisää kliinistä näyttöä, ja niiden kehittämisessä on pyrittävä minimoimaan solujen eristykseen ja riittävän solumäärän saamiseen tarvittava aika. Solusiirtotoimenpiteitten ja solujen tunnistamis, eristämis ja kasvatusmenetelmien kehittyessä on mahdollista, että tulevaisuudessa lääkehoidot korvautuvat tai saavat rinnalleen omien solujen käyttöön perustuvan, kudoksia korjaavan hoidon. 404 J. Back ym.
Kirjallisuutta Balsam LB, Wagers AJ, Christensen JL, Kofidis T, Weissman IL, Robbins RC. Haematopoietic stem cells adopt mature haematopoietic fates in ischaemic myocardium. Nature 2004;428:668 73. Beltrami AP, Urbanek K, Kajstura J, ym. Evidence that human cardiac myocytes divide after myocardial infarction. N Engl J Med 2001; 344:1750 7. Chachques JC, Herreros J, Trainini J, ym. Autologous human serum for cell culture avoids the implantation of cardioverter-defibrillators in cellular cardiomyoplasty. Int J Cardiol 2004;95:S29 33. Chen JC, Goldhamer DJ. Skeletal muscle stem cells. Reprod Biol Endocrinol 2003;1:101. Dernbach E, Urbich C, Brandes RP, Hofmann WK, Zeiher AM, Dimmeler S. Antioxidative stress-associated genes in circulating progenitor cells: evidence for enhanced resistance against oxidative stress. Blood 2004;104:3591 7. Germani A, Di Carlo A, Mangoni A, ym. Vascular endothelial growth factor modulates skeletal myoblast function. Am J Pathol 2003; 163:1417 28. Ghostine S, Carrion C, Souza LC, ym. Long-term efficacy of myoblast transplantation on regional structure and function after myocardial infarction. Circulation 2002;106:I131 6. Hagege AA, Carrion C, Menasche P, ym. Viability and differentiation of autologous skeletal myoblast grafts in ischemic cardiomyopathy. Lancet 2003;361:491 2. Haider HKh, Ashraf M. Implantation of genetically manipulated BM cells for cardiac repair. Cytotherapy 2005;7:74 5. Herzog EL, Chai L, Krause DS. Plasticity of marrow-derived stem cells. Blood 2003;102:3483 93. Hodgson DM, Behfar A, Zingman LV, ym. Stable benefit of embryonic stem cell therapy in myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol 2004;287:471 9. Kang HJ, Kim HS, Zhang SY, ym. Effects of intracoronary infusion of peripheral blood stem-cells mobilised with granulocyte-colony stimulating factor on left ventricular systolic function and restenosis after coronary stenting in myocardial infarction: the MAGIC cell randomised clinical trial. Lancet 2004;363:751 6. Kastrup J. Therapeutic angiogenesis in ischemic heart disease: gene or recombinant vascular growth factor protein therapy? Curr Gene Ther 2003;3:197 206. Kootstra NA, Verma IM. Gene therapy with viral vectors. Annu Rev Pharmacol Toxicol 2002;43:413 39. Koponen JK, Kankkonen H, Kannasto J, ym. Doxycycline-regulated lentiviral vector system with a novel reverse transactivator rtta2s-m2 shows a tight control of gene expression in vitro and in vivo. Gene Ther 2003;10:459 66. Kupari M, Lommi J. Sydämen vajaatoiminta. Kapseli 2004; 34. Laflamme MA, Murry CE. Regenerating the heart. Nat Biotechnol 2005;23:845 56. Linke A, Muller P, Nurzynska D, ym. Stem cells in the dog heart are selfrenewing, clonogenic, and multipotent and regenerate infarcted myocardium, improving cardiac function. Proc Natl Acad Sci USA 2005;102:8966 71. Martin CM, Meeson AP, Robertson SM, ym. Persistent expression of the ATP-binding cassette transporter, Abcg2, identifies cardiac SP cells in the developing and adult heart. Dev Biol 2004;265:262 75. Massa M, Rosti V, Ferrario M, ym. Increased circulating hematopoietic and endothelial progenitor cells in the early phase of acute myocardial infarction. Blood 2005;105:199 206. Menasche P, Hagege AA, Vilquin JT, ym. Autologous skeletal myoblast transplantation for severe postinfarction left ventricular dysfunction. J Am Coll Cardiol 2003;41:1078 83. Menasche P. Cellular transplantation: hurdles remaining before widespread clinical use. Curr Opin Cardiol 2004;19:154 61. de Muinck ED, Thompson C, Simons M. Progress and prospects: Cell based regenerative therapy for cardiovascular disease. Gene Ther 2006;13:659 71. Murry CE, Soonpaa MH, Reinecke H, ym. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature 2004;428:664 8. Murtuza B, Suzuki K, Bou-Gharios G, ym. Transplantation of skeletal myoblasts secreting an IL-1 inhibitor modulates adverse remodeling in infarcted murine myocardium. Proc Natl Acad Sci USA 2004;101:4216 21. Oh H, Chi X, Bradfute SB, ym. Cardiac muscle plasticity in adult and embryo by heart-derived progenitor cells. Ann N Y Acad Sci 2004; 1015:182 9. Paczkowska E, Larysz B, Rzeuski R, ym. Human hematopoietic stem/progenitor-enriched CD34(+) cells are mobilized into peripheral blood during stress related to ischemic stroke or acute myocardial infarction. Eur J Haematol 2005;75:461 7. Pagani FD, DerSimonian H, Zawadzka A, ym. Autologous skeletal myoblasts transplanted to ischemia-damaged myocardium in humans: histological analysis of cell survival and differentiation. J Am Coll Cardiol 2003;41:879 88. Pittenger MF, Martin BJ. Mesenchymal stem cells and their potential as cardiac therapeutics. Circ Res 2004;95:9 20. Pätilä T, Ikonen T, Rutanen J, ym. Vascular endothelial growth factor C-induced collateral formation in a model of myocardial ischemia. J Heart Lung Transplant 2006;25:206 13. Rafii S, Lyden D. Therapeutic stem and progenitor cell transplantation for organ vascularization and regeneration. Nat Med 2003;9:702 12. Regula KM, Rzeszutek MJ, Baetz D, Seneviratne C, Kirshenbaum LA. Therapeutic opportunities for cell cycle re-entry and cardiac regeneration. Cardiovasc Res 2004;64:395 401. Reinecke H, Minami E, Virag JI, Murry CE. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther 2004;15:627 36. Spyridopoulos I, Haendeler J, Urbich C, ym. Statins enhance migratory capacity by upregulation of the telomere repeat-binding factor TRF2 in endothelial progenitor cells. Circulation 2004;110:3136 42. Taylor DA, Atkins BZ, Hungspreugs P, ym. Regenerating functional myocardium: improved performance after skeletal myoblast transplantation. Nat Med 1998;4:929 33. Tzukerman M, Rosenberg T, Ravel Y, Reiter I, Coleman R, Skorecki K. An experimental platform for studying growth and invasiveness of tumor cells within teratomas derived from human embryonic stem cells. Proc Natl Acad Sci USA 2003;100:13507 12. De Ugarte DA, Morizono K, Elbarbary A, ym. Comparison of multi-lineage cells from human adipose tissue and bone marrow. Cells Tissues Organs 2003;174:101 9. Urbich C, Aicher A, Heeschen C, ym. Soluble factors released by endothelial progenitor cells promote migration of endothelial cells and cardiac resident progenitor cells. J Mol Cell Cardiol 2005;39:733 42. Väänänen HK. Mesenchymal stem cells. Ann Med 2005;37:469 79. Winitsky SO, Gopal TV, Hassanzadeh S, ym. Adult murine skeletal muscle contains cells that can differentiate into beating cardiomyocytes in vitro. PLoS Biol 2005;3:e87. Wollert KC, Drexler H. Clinical applications of stem cells for the heart. Circ Res 2005;96:151 63. Zuk PA, Zhu M, Ashjian P, ym. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. Mol Biol Cell 2002;13:4279 95. Cell Therapy Research Consortium HUS, Meilahden sairaala, 3. kirurgian klinikka PL 340, 00029 HUS Johan Back, LK Esko Kankuri, LT Heikki Vapaatalo, professori (emer.) Helsingin yliopisto, biolääketieteen laitos, farmakologia PL 63, 00014 Helsingin yliopisto Tuija Ikonen, dosentti, osastonylilääkäri TYKS, verisuonikirurgia PL 52, 20521 Turku Juha Sinisalo, LKT Mika Laine, dosentti Markku Kupari, dosentti, osastonylilääkäri HYKS, Meilahden sairaala, kardiologian klinikka PL 340, 00029 HUS Jonna Koponen, FM Seppo Ylä-Herttuala, professori Kuopion yliopisto, A. I. Virtanen instituutti PL 1627, 70211 Kuopio Mika Hukkanen, dosentti Helsingin yliopisto, biolääketieteen laitos, anatomia PL 63, 00014 Helsingin yliopisto Riitta Alitalo, dosentti, osastonylilääkäri HUSLAB, erikoishematologia ja kantasolulaboratorio PL 340, 00029 HUS Tommi Pätilä, LL Ari Harjula, professori HUS, Meilahden sairaala 3. kirurgian klinikka PL 340, 00029 HUS 405