FELASAn uudet terveystarkkailusuositukset jyrsijöiden ja kaniinien tuotanto- ja tutkimusyksiköille

Transkriptio

1 FELASAn uudet terveystarkkailusuositukset jyrsijöiden ja kaniinien tuotanto- ja tutkimusyksiköille (Recommendations for the health monitoring of rodent and rabbit colonies in breeding and experimental units, Laboratory Animals 36, 20-42, 2002, lyhennetty ja vapaasti suomennettu) Satu Mering, FT Valtakunnallinen koe-eläinkeskus, Kuopion yliopisto FELASAn jyrsijöiden ja kaniinien terveystarkkailu -työryhmä julkaisi uudet terveystarkkailusuositukset keväällä Nämä suositukset korvasivat aikaisemmat vuonna 1994 ja 1996 julkaistut. Tämän kirjoituksen tarkoitus on esitellä näiden uusien suositusten periaatteet. Julkaisussa itsessään jo mainitaan, että kyse on suosituksista, ei määräyksistä. Vaikka yleisesti puhutaankin FELASAn mukaisista terveystarkkailuista, jokaisen terveystarkkailuja suorittavan laitoksen täytyy viimekädessä itse määrittää käytäntönsä ja tarpeensa omista lähtökodista riippuen (riippuu esimerkiksi laitostyypistä, tutkimustavoitteista, eri organismien paikallisesta esiintymisestä, kansallisista ohjeistuksista, tai seerumi- ja rokotetuotteiden valmistussäännöistä). Suositusten tarkoituksena on lähinnä vakioida käytäntöjä ja raportointitapoja ja sitä kautta vaikuttaa eläinten mikrobiologisen laadun vakioimiseen. Useat erilaiset mikro-organismit (virukset, mykoplasmat, bakteerit, sienet ja loiset) aiheuttavat infektioita jyrsijöissä ja kaniineissa. Infektiot eivät useinkaan aiheuta sairautta kliinisin, näkyvin oirein, vaan ne esiintyvät yleensä piilevinä. Tästä syystä oireiden tai tautien puuttuminen eläimistä ei takaa taudinaiheuttajien poissaoloa. Piilevillä infektioilla voi olla huomattava vaikutus eläinkokeista saataviin tutkimustuloksiin. Infektiot lisäävät todennäköisesti biologista hajontaa ja siten lisäävät kokeissa tarvittavien eläinten määrää. Terveystarkkailujen suorittaminen on tärkeää myös sen vuoksi, että jotkut koeeläimissä esiintyvistä mikro-organismeista ovat zoonooseja eli voivat aiheuttaa tauteja myös ihmisissä, mm. Salmonella spp. ja Hantaan-virus. Suosituksessa käytetään sanaa yksikkö, jolla tarkoitetaan itsenäistä mikrobiologista kokonaisuutta. Rakenteelliset ratkaisut sekä henkilökunta- ja tavaraliikenne pääasiallisesti erottavat yksiköt toisistaan. Riippuen tilanteesta, yksikkö voi olla kokonainen eläinyksikkö; eri rakennuksessa olevat eläinhuoneet, joissa käyvät tietyt samat ihmiset; perinteinen barrieri-yksikkö; yksittäinen eläinhuone, joka on suojattu erilaisilla toimenpiteillä kuten vaatteiden vaihdolla; isolaattori; tai IVC-häkki (individually ventilated cage). Kasvatusyksikkönä (breeding unit) pidetään itsenäistä mikrobiologista kokonaisuutta, jossa eläimiä tuotetaan tieteellisiä tarkoituksia varten. Vain tuotannosta vastaavilla ihmisillä on pääsy yksikköön, ja sinne siirretään harvoin eläimiä ja silloinkin tarkkojen mikrobiologisten turvaohjeiden mukaan. Tutkimusyksikkönä 7

2 (experimental unit) pidetään itsenäistä mikrobiologista kokonaisuutta, jossa eläimiä ylläpidetään ja käytetään tieteellisiin tutkimuksiin. Tutkimusyksikköön yleensä tulee eläimiä myös ulkopuolelta (esim. kaupalliset toimittajat), ja yksikössä liikkuu myös muuta kuin laitoksen omaa henkilökuntaa. Turvatoimenpiteet (kuten isolaattorit, IVC), joilla pyritään estämään infektioiden leviäminen, saattavat lopulta jakaa yksikön useampaan pienempään yksikköön, joista kaikista pitäisi erikseen tehdä terveystarkkailu. Saman laitoksen sisällä saattaa siis olla erilaisia tarkkailuohjelmia erilaisille yksiköille. Laitoksella tulisi olla dokumentoidut toimintaperiaatteet sekä terveystarkkailujen toteuttamiselle että eläinten ja biologisten materiaalien tuomiselle laitokseen. Mikäli laitoksessa todetaan taudinaiheuttajia, jotka eivät ole FELASAn listaamia, mutta joilla saattaa olla merkitystä, myös nämä tulee raportoida terveystarkkailutuloksissa ja niiden esiintyvyyttä seurata. Riski ei-toivottujen mikro-organismien pääsystä Kasvatusyksiköllä on yleensä pienempi riski kuin tutkimusyksiköllä saada eläimiinsä ei-toivottuja mikro-organismeja. Taudinaiheuttajien yksikköön pääsyn syynä on yleensä yksi tai useampi seuraavista tekijöistä: eläimet, biologinen materiaali, tavarat/laitteet ja ihmiset. Eläimet Tutkimusyksiköissä on yleensä useita eri eläinlajeja ja kantoja, jotka ovat peräisin eri lähteistä. Suosituksen mukaan yksikköön tulevien eläinten tulisi tulla paikoista, jotka noudattavat vähintään näitä FELASAn suosituksia. Tämä ei välttämättä ole mahdollista esim. transgeenisten eläinten kohdalla. Tällöin taudinaiheuttajariskiä voidaan vähentää kannanpuhdistuksen, karanteenin, tai jonkun muun keinon avulla. Biologiset materiaalit Esimerkiksi solut, seerumi, kantasolut ja sperma voivat välittää ei-toivottuja mikroorganismeja. Sen vuoksi suositellaan, että biologista materiaalia käsitellään siten kuin se olisi kontaminoitunut, ellei sitä ole testattu ja puhtaaksi todettu. Henkilökunta Henkilöstö (niin tutkijat kuin laitoksen oma henkilökuntakin) voi toimia tehokkaana infektioiden kantajana yksiköstä toiseen. Mikro-organismit voivat kulkeutua ihmisten hiuksissa, käsissä ja vaatteissa. Laitoksella tulisikin olla henkilöstölle karanteenisäännöt kontaminoitumisriskin pienentämiseksi. Yleensäkin on suositeltavaa laatia periaatteet eläinyksikköön sisääntulolle. Infektoituneet eläimet levittävät taudinaiheuttajia edelleen jo ennen kuin varsinaisia kliinisiä oireita esiintyy ja erityisesti ennen kuin taudinaiheuttajille on muodostunut vasta-aineita. Siksi henkilökunnan ja tavaroiden liikkuminen yksikössä eri huoneiden tai alayksiköiden välillä voi toimia tartunnan levittäjänä tai lähteenä ennen kuin varsinaisesta tartunnasta on mitään merkkejä. Useimmat infektiot jäävät pysyviksi jos uusia, tartunnoille herkkiä eläimiä tuodaan jatkuvasti yksikköön. Tartuntakierre voidaan katkaista poistamalla kaikki eläimet yksiköstä kokeen jälkeen ja puhdistamalla eläinhuoneet ennen uusien eläinten saapumista (kaikki sisään kaikki ulos -periaate). Tämä käytäntö vähentää tartunnan leviämisen riskiä lyhyissä (alle 6 viikon) tutkimuksissa. Tarkkailutiheys ja näytekoko Eläinkoloniat tulisi tarkkailla vähintään neljännesvuosittain. Riippuen paikallisista 8

3 olosuhteista ja tarpeista, tiheämpikin tarkkailu voi olla paikallaan joillekin taudinaiheuttajille. Sairaille ja kuolleille eläimille tulisi tehdä ruumiinavaus. Koska tartuntojen isäntäspesifisyyttä ei tarkkaan tunneta, tulisi jokainen eläinlaji tarkkailla erikseen. Eläinkantojen välillä voi myös olla eroja herkkyydessä tartunnoille ja serologisissa vasteissa, joten jos yksikössä on useampia eläinkantoja, jokainen kanta tulisi tarkkailla mahdollisuuksien mukaan vähintään kerran vuodessa. Jos mikrobiologinen yksikkö koostuu useammasta eläinhuoneesta, tulisi näytteet kerätä mahdollisimman monesta huoneesta. Yhden tartunnan saaneen eläimen toteamisen todennäköisyys tietyllä luotettavuustasolla (confidence level) sekä eläinmäärä, joka tämän yhden löytymiseen tarvitaan, on käänteisesti verrannollinen ei-infektoituneiden eläinten prosenttiosuuteen eläinkoloniassa (Taulukko 1). Todennäköisyyttä nostettaessa tarvittava eläinmäärä nousee myös oleellisesti. Kaava toimii kuitenkin vain populaatioissa, joissa on vähintään 100 eläintä, tartunta leviää satunnaisesti ja eläimistä otetaan näytteet satunnaisesti (Taulukko 1). Taulukko 1. Tarkkailuun tarvittavien eläinten lukumäärän laskeminen Tautien, joiden tartuntakyky (infection rate) on 50% tai enemmän (Sendai, MHV) toteamiseksi tarvitaan paljon vähemmän eläimiä kuin tautien, joiden tartuntakyky on alhaisempi. Oletukset 1. Molemmat sukupuolet saavat tartunnan samassa suhteessa 2. Populaation koko > 100 eläintä 3. Satunnaisnäytteet 4. Tartunnan satunnainen leviäminen Näytekoko lasketaan kaavalla: log 0.05/ log N = näytekoko N = terveiden eläinten %-osuus 0.05 = 95 % todennäköisyys (confidence level) Näytekoon suhde esiintyvyyteen (prevalence rate) Oletettu esiintyvyys % Tarvittavien eläinten lkm eri todennäköisyyksillä 95 % 99 % 99.9 % Esimerkki: 10 eläintä pitäisi tarkkailla, jotta havaitaan vähintään yksi positiivinen eläin, kun esiintyvyys on 30% ja todennäköisyys 95%. Suositus on ottaa tarkkailuun vähintään 10 eläintä kustakin mikrobiologisesta yksiköstä. Jos kuitenkin infektion esiintyvyys on alle 30%, välttämättä ei löydy yhtään infektoitunutta eläintä 95% todennäköisyystasolla. Todennäköisyys löytää ainakin yksi infektoitunut eläin riippuu myös käytetystä testausmenetelmästä. 9

4 Serologisiin menetelmiin liittyy suurempi todennäköisyys kuin itse taudinaiheuttajia analysoiviin menetelmiin. Tutkimusyksiköissä, joissa on suurempi tartuntariski, noudatetaan joskus myös käytäntöä, jossa tutkitaan pienempi eläinmäärä kerrallaan, mutta tiheämmin. Tällöin eläinkolonian sen hetkinen terveystilanne on paremmin selvillä ja tartuntojen havaitseminen on nopeampaa. Pienempi näytekoko kuitenkin myös vähentää todennäköisyyttä havaita tartuntoja, joilla on alhainen esiintyvyys. Sentinel-eläimet Joskus yksiköstä ei löydy tarvittavaa määrää koloniaeläimiä tarkkailua varten tai sellainen testaus ei ole asianmukaista (esimerkiksi puutteellisen immuunisysteemin omaavien eläinten serologinen testaus voi antaa harhaanjohtavia tuloksia). Silloin tarkkailu voidaan suorittaa sentineleläimillä, jotka toimivat varsinaisten koloniaeläinten korvikkeena. Yllämainittu laskukaava ei silloin välttämättä toimi. Sentinel-eläinten tulee olla vapaita tutkittavista mikro-organismeista. Pitkäaikaisissa tutkimuksissa mukana olevat sentineleläimet voidaan pitää kolonia/tutkimuseläinten joukossa alusta asti koko ajan, jotta varmistetaan tarvittavan eläinmäärän saatavuus. Vaihtoehtoisesti sentinel-eläimet voidaan tuoda yksikköön aika-ajoin. Sentinel-eläimet tulisi sijoittaa eläinhuoneessa eri häkkitelineisiin ja niiden tulisi olla tutkimuseläinten joukossa avoimissa häkeissä vähintään 6 viikkoa. Sentinel-eläinten altistumista tartunnanaiheuttajille voidaan edistää sijoittamalla ne avoimissa häkeissä ympäri yksikköä paikkoihin, joissa mahdollinen tartuntariski on suurin. Tartunnanaiheuttajien siirtymistä voidaan myös edistää altistamalla sentinel-eläimet tutkimuseläinten häkeistä otetulle likaiselle kuivikkeelle, ruualle tai vedelle, tai sijoittamalla sentinel-eläimet samoihin häkkeihin tutkimuseläinten kanssa. Jotkut tartunnanaiheuttajat eivät kuitenkaan leviä helposti likaisen kuivikkeen välityksellä (kuten Sendai virus ja CAR bacillus). Alhaisen vastustuskyvyn omaavia eläimiä voidaan käyttää joidenkin virus-, bakteeri- ja alkueläintartuntojen toteamisessa, mutta tällaiset eläimet eivät välttämättä anna luotettavia vasta-ainevasteita ja ovat sen vuoksi sopimattomia serologiseen testaukseen. Sentinel-eläimet voivat myös itse olla riski koloniaeläimille levittämällä jo itseensä mahdollisesti tarttuneita taudinaiheuttajia. Yllämainittu näytekoon laskukaava ei päde, kun käytetään isolaattoreita ja IVChäkkejä, tai mikrobiologisessa yksikössä on alle 100 eläintä. Tällaisissa tapauksissa suositellaan pienempää näytekokoa (3-5 eläimen otosta) kunhan riittävä taudinaiheuttajien leviäminen sentinel-eläimiin on varmistettu. Yleispäteviä suosituksia on mahdoton tehdä, mutta Liitteessä 1 on annettu joitakin ohjeita. Taulukossa 2 on yhteenveto suositelluista näytteenottotiheyksistä, eläinten iästä ja näytekoosta. Suosituksesta poikkeava ikä saattaa olla parempi tiettyjen taudinaiheuttajien toteamiseksi (esim. <8 vk Spironucelus sp.:n toteamiseksi). Kaniineilta näytteet voidaan ottaa eläviltä eläimiltä (veri- tai seeruminäytteet, viljelyt nenästä, vaginasta tai esinahasta ja ulostenäytteet), mutta tämä menetelmä ei välttämättä ole yhtä herkkä kuin juuri lopetetuista eläimistä otetut näytteet, sen vuoksi näyte/eläinmäärän tulisi olla suurempi. 10

5 Taulukko 2. Suositellut vähimmäisnäytteenottotiheys ja näytekoko jyrsijä- ja kaniiniyksiköille Ikä Eläinten lkm Virologia Loiset Näytetiheys Bakteriologia Patologia Joka 3 kk >8 vk Testimenetelmät ja näytteet 1) FELASA painottaa terveystarkkailuihin osallistuvien laboratorioiden laatusysteemiä kirjallisine toimintaohjeineen, henkilökunnan pätevyyttä, laboratorionsisäistä testimenetelmien validointia, sekä osallistumista laboratorioiden väliseen validointiin (ISO 17025). Testaukset tulisi tapahtua akateemisen tutkinnon (eläinlääketieteellinen, mikrobiologinen tai vastaava) omaavan henkilön valvonnassa, jolla on myös koe-eläintieteellistä kokemusta FELASAn D-kategorian mukaisesti. 2) Tartunta voidaan havaita suorilla menetelmillä (esim. viljely, histopatologia) tai epäsuorilla menetelmillä (serologia). Sopiva testausmenetelmä ei vielä takaa luotettavia tuloksia, sillä eri laboratorioiden tulokset saattavat vaihdella huomattavastikin. 3) Näytteet tulee ottaa satunnaisesti valituista koloniaeläimistä tai sentinel-eläimistä, eikä niitä tulisi yhdistää. 4) Serologisia menetelmiä käytetään virusinfektioiden toteamisessa. Testimenetelmiä ovat ELISA (enzyme linked immunosorbent assay), IFA (indirect immunofluorescence antibody test) ja HI (hemagglutination inhibition test). ELISA ja IFA ovat herkempiä kuin HI, joten niitä suositellaan käytettäväksi ensisijaisina testeinä. ELISA ja IFA mittaavat esimerkiksi ristireaktiovasta-aineita useille parvoviruksille, kun taas HI on virus-spesifinen (esim. MVM ja Toolan H-1 virus). 5) Bakteereiden viljelynäytteet otetaan ylemmistä hengitysteistä (nielu, henkitorvi), suolistosta (umpisuolen sisältöä tai ulosteita) ja sukuelimistä (esinahka/emätin). Myös molekulaarisia testejä, kuten PCR, voidaan käyttää havaitsemisessa ja tunnistamisessa. Serologisia menetelmiä (lähinnä ELISA ja IFA) on myös joidenkin bakteereiden vasta-aineille, mutta virusvasta-ainemäärityksiin verrattuna niissä on suurempi riski saada väärä positiivinen tulos. 6) Eläinten turkki tulee tutkia ulkoloisten varalta. Märkälevitteet ohut- ja paksusuolesta sekä ulosteista tutkitaan sisäloisten varalta. Vanhemmat eläimet eivät välttämättä ole parhaimpia loistutkimuksiin, koska niillä on parempi vastustuskyky. Löydetyt loiset tulisi nimetä mahdollisuuksien mukaan lajinimeen saakka. Joidenkin loisten suhteen löytyy myös serologinen vasta-ainetesti. Serologiset tulokset tulisi varmistaa sopivalla vaihtoehtomenetelmällä. 7) Serologisen testin spesifisyyden ja herkkyyden varmistaa pääasiassa sopivan antigeenin valinta ja valmistaminen. Vasta-aineiden löytyminen seerumista on vain viite aikaisemmasta tai sen hetkisestä tartunnasta. Positiiviset tulokset tulisi vahvistaa myös toisella menetelmällä, kuten viljely, PCR, histopatologia tai toinen serologinen menetelmä. Suositeltavaa on myös varmistaa positiivinen tulos toisessa laboratoriossa, ja tulokset tulisi myös varmistaa uusintanäytteiden avulla. Mikäli eri laboratorioista saadaan ristiriitaiset tulokset, lopullinen diagnoosi voidaan tehdä vain muun kuin serologisen 11

6 menetelmän perusteella. Serologiset testit voivat vaihdella suuresti herkkyyden ja spesifisyyden suhteen. Nämä tekijät sekä vasta-ainereaktion esiintyvyys koloniassa määräävät tulosten ennustavuusarvon. 8) Täydellinen rutiini ruumiinavaus tulee tehdä epänormaalisuuksien havaitsemiseksi: iho, suu, sylkirauhaset (rotalta), hengitystiet, aortta (kanilta), sydän, maksa, perna, ruuansulatuskanava, munuaiset, lisämunuaiset, urogenitaalielimet (mukaan lukien kivekset) ja imusolmukkeet. Tarpeen mukaan kudos- ja elinmuutokset tulee tutkia histopatologisesti ja mikrobiologisesti. Tarkkailtavat taudinaiheuttajat Suosituksen Liitteessä 3 on annettu terveystarkkailuraporttimallit eri eläinlajeille sekä lueteltu tarkkailtavat virukset, bakteerit (myös mykoplasmat) ja loiset sekä suositellut tarkkailutiheydet (Tämän tekstin liitteenä hiiri, rotta ja kani). Kasvatusyksikön toiminnan alkaessa yksikkö tulee tarkkailla vähintään listattujen taudinaiheuttajien suhteen eläinlajeittain. Sen jälkeen yksiköt tulee tarkkailla vähintään neljännesvuosittain kaikkein relevanteimpien taudinaiheuttajien suhteen sekä muiden suhteen vähintään kerran vuodessa. Samanlaista tarkkailusysteemiä suositellaan tutkimusyksiköille, joissa eläimet vaihtuu jatkuvasti. Muita taudinaiheuttajia voidaan myös tarkkailla ja raportoida, mikäli havaitaan esimerkiksi muutoksia (lesions), kliinisiä taudin oireita, kun on viitteitä häiriöistä lisääntymisessä tai fysiologisissa muuttujissa, tai kun käytetään puutteellisen vastustuskyvyn omaavia eläimiä. Biologinen materiaali tulee tutkia relevanttien taudinaiheuttajien suhteen, mukaan lukien laktaattidehydrogenaasia kohottavan viruksen suhteen (LDV). Tämä tapahtuu tavallisesti käyttämällä hiiren, rotan tai hamsterin vasta-aineen tuottamistestiä (MAP, RAP, HAP). Molekulaarista testausta voidaan käyttää vaihtoehtoisesti. Tulosten raportointi 1) Tarkkailutulokset tulee olla eläimiä käyttävien tutkijoiden saatavilla. Tulokset ovat osa tutkimustyötä ja niiden vaikutukset tutkimustuloksiin tulee arvioida sekä sisällyttää tieteellisiin raportteihin ja julkaisuihin osana eläintietoja. 2) Jotta eri tuottajien ja käyttäjien tarkkailuraportteja olisi helppo vertailla, tulee käyttää FELASAn raporttimallia (Liite 3). 3) Yksikön terveystarkkailuraportin tulee sisältää seuraavat tiedot: -Yksikön kuvaus (ei-barrieri, barrieri, IVC, isolaattori). -Kaikki yksikössä olevat lajit ja kannat, joihin raportti pätee sekä raportin päiväys. -Muiden yksikössä ylläpidettyjen eläinlajien positiiviset tulokset. -Kaikki virukset, mykoplasmat, bakteerit ja sienet, jotka kerrottu suosituksissa (aakkosjärjestyksessä) sekä lajitasolla tunnistetut ulko- ja sisäloiset. -Viimeisimmän tarkkailun päivämäärä (lajeittain), käytetty menetelmä, serologiassa käytetty vasta-aine, analyysilaboratorion nimi. -Viimeisimmän tarkkailun tulokset sekä kumulatiivisesti 18 kuukauden tulokset: positiivisten eläinten lkm / tutkittujen eläinten lkm. Myös tulokset jotka saatu rutiinitarkkailujen lisäksi tulee ilmoittaa. -Patologisten tutkimusten tulokset: patologisia makroskooppisia löydöksiä oli/ei ollut tutkituissa elimissä. -Patologiset muutokset tulee luetella erikseen kullekin lajille ja kannalle. 4) On syytä korostaa, että negatiiviset tulokset tarkoittavat vain, että kyseistä mikro-organismia ei ole havaittu tutkituissa eläimissä ja käytetyillä testimenetelmillä. Tulokset eivät välttämättä kuvaa kaikkien yksikössä olevien eläinten olotilaa. 12

7 5) Taudinaiheuttaja katsotaan olevan yksikössä, jos se löydetään yhdestä tai useammasta tutkitusta eläimestä. Sama pätee positiivisiin varmistettuihin serologiatuloksiin. 6) Aikaisemmin löydettyjä ei tarvitse tarkkailla seuraavien tarkkailujen yhteydessä, ne tulee kuitenkin ilmoittaa raportoinnissa. Yksikkö ilmoitetaan positiiviseksi taudinaiheuttajan suhteen, kunnes organismi on hävitetty esim. kannanpuhdistuksen tai uusitun eläinkolonian avulla. Taudinaiheuttajasta eroon pääseminen varmistetaan seuraavien testausten avulla. Jos eläimiä on hoidettu jollain tapaa (rokotukset, lääkitykset), tämä täytyy mainita raportissa. 7) Taudinaiheuttajan voidaan myös katsoa hävinneen yksiköstä jos tarkkailutulokset positiivisesta löydöksestä ovat seuraavien 18 kk ajalta kaikki negatiivisia. Aikajakso vastaa 6 seuraavaa testausta, jotka on tehty kolmen kuukauden välein. Liite 1. Harkitsemisen arvoisia asioita, kun terveystarkkailua tehdään tutkimusyksikön eläimille tai eläimille erilaisissa kasvatussysteemeissä Tarkkailutiheys Tutkimusyksiköille suositellaan samanlaista tarkkailutiheyttä ja näytekokoa kuin kasvatusyksiköille, kun eläimiä pidetään avoimissa häkeissä barrieri- tai konventionaaliolosuhteissa, tai yksiköissä, joihin eläimiä tulee vain satunnaisesti tai joissa tehdään vain pitkäaikaisia kokeita. Tiheämpi tarkkailu on tarpeen silloin, kun yksikköön tuodaan jatkuvasti eläimiä tai biologista materiaalia. Infektoituneet eläimet luonnollisesti lisäävät tartuntariskiä. Kuukausittainen tai jopa tiheämpi tarkkailu saattaa olla paikallaan luotettavan senhetkisen tilanteen kartoittamiseksi. Tällaisessa tilanteessa suositellaan vähintään 3-5 eläintä tarkkailtavaksi kuukausittain. Tarkkailutiheys riippuu riskistä tuoda yksikköön taudinaiheuttajia (Taulukko 3.). Tarkkailutulosten oletetaan koskevan yksikön kaikkia saman lajin eläimiä, riippumatta siitä millaisessa kokeessa ne ovat. Taulukko 3. Tekijöitä, jotka lisäävät riskiä saada yksikköön taudinaiheuttajia ja sen vuoksi vaativat tiheämmän tarkkailun. Suuri riski C Yksiköt, joissa useita erilaisia tutkimuksia C Eläimiä tuodaan yksikköön jatkuvasti (>1 x kk) C Tutkimushenkilöstöä ja hoitohenkilöstöä käy jatkuvasti yksikössä C Yksikössä työskentelevä henkilöstö vaihtuu jatkuvasti C Yksikköön tulee eläimiä eri kasvatusyksiköistä (yhdeltä tai useammalta tuottajalta) C Yksikköön tulee biologista materiaalia (seerumia, kasvaimia, kudoksia, kantasoluja), joka on samasta eläinlajista kuin yksikön eläimet C Yksikössä on tartunnan saaneita eläimiä Kohtalainen riski C Eläimiä tuodaan yksikköön satunnaisesti C Yhden tai muutaman tyyppisiä kokeita C Pitkäaikaiset kokeet (eläimiä tuodaan yksikköön vain satunnaisesti) C Kaikki sisään kaikki ulos systeemi C Biologista materiaalia ei tuoda yksikköön, ainoastaan kemikaaleja 13

8 Näytekoko Yleensä suositellaan 10 eläintä per mikrobiologinen yksikkö. Yksiköissä, joissa on tutkimuseläimiä tai geenimuunnettuja eläimiä, voi olla vaikeaa saada riittävää määrä eläimiä tarkkailuun. Puutteellisen vastustuskyvyn omaavien eläinten sekä useiden geenimuunnettujen eläinkantojen serologinen testaus voi antaa vääriä negatiivisia tuloksia, koska eläimet eivät aina tuota riittävästi vasta-aineita. Usein tutkittava populaatio on pieni (isolaattori, IVC). Tällaisissa tapauksissa satunnaisotos ei ole mahdollinen tai järkevää (Taulukko 4) eikä taulukossa 1 annettu laskukaava päde. Silloin pienempi näytekoko (3-5 eläimen otos) tiheämmin tarkkailtuna on sopiva tarkkailutapa, kunhan käytetään asianmukaista sentinel-systeemiä, joka edistää taudinaiheuttajien leviämisen todennäköisyyttä sentinel-eläimiin. Kliinisiä oireita (ei tutkimukseen liittyviä) omaavat eläimet tulee tarkastaa ruumiinavauksella sekä tutkia histopatologisesti, mikrobiologisesti, serologisesti ja loisten varalta erikseen tarkkailuaikataulusta. Eläinten tarkkailu erilaisissa ylläpitosysteemeissä Konventionaali- ja barrieriyksiköiden tarkkailu ei yleensä ole ongelma riittävän eläinmäärän vuoksi. Tarvittaessa yleensä löytyy riittävästi tilaa sentinel-eläinten ylläpitämiseen. Tila saattaa kuitenkin olla rajoittava tekijä suodatinkaapeissa tai huoneissa, isolaattoreissa tai suodatinhäkeissä (staattinen ilmanvaihto tai IVC). Tarkkailtaessa isolaattoreissa tai suodatinkaapeissa olevia eläimiä on asianmukainen sentinel-toiminta tärkeää (likaisen kuivikkeen ja ruuan kierto). Jos taudinaiheuttajista vapaita (germ-free) tai gnotobioottisia eläimiä ylläpidetään isolaattoreissa, on bakteereiden tarkkailu tärkeämpää kuin eläinten virusten ja loisten tarkkailu. Tilarajoituksen takia isolaattoreista on yleensä saatavilla vain 3-5 eläintä tarkkailuun. Luotettavan tiedon saaminen tartuntatasosta suodatinhäkeissä tai IVCssä olevista eläimistä saattaa olla vaikeaa. Jos häkkejä on käsitelty oikein, kukin häkki edustaa omaa mikrobiologista yksikköään ja järjestelmät estävät taudinaiheuttajien siirtymisen tai leviämisen häkistä toiseen. Sentinel-eläimet pidetään omassa, erillisessä häkissään, johon laitetaan likaista kuiviketta mahdollisimman monesta häkistä. Vaihtamalla häkkejä joista likainen kuivike tulee saadaan parempi kuva koloniaeläinten tilasta. Muita tarkkailumenetelmiä ovat kontaktisentinel-eläinten käyttö sekä poistoilmasuodattimien testaus tai häkin pintojen testaus PCR:llä. Taulukko 4. Näytteiden otto terveystarkkailuun Barrierit: tuotanto Barrierit: kokeet Isolaattorit Suodatinkannelliset häkit, IVC Riittävä eläinmäärä per yksikkö Saatavilla Yleensä saatavilla Yleensä ei saatavilla Ei Satunnaisotos Mahdollista Yleensä mahdotonta Yleensä mahdotonta Ei 14

9 Liite 2. Kommentteja taudinaiheuttajista Suosituksen liitteenä 2 on kommentteja joistakin taudinaiheuttajista. Nämä kommentit lisättiin, koska osa aikaisemmin tarkkailtavista taudinaiheuttajista on nyt poistettu listalta, tarkkailutiheys on muuttunut, ja joitakin uusia taudinaiheuttajia on lisätty listalle. Tähän olemme poimineet joitakin taudinaiheuttajia, joiden suhteen arvelemme suomalaisissa yksiköissä olevan yleisempää mielenkiintoa. Bakteerit, sienet Bordetella bronchiseptica: subkliininen tartunta on yleisin kaneilla ja esiintyy satunnaisesti marsuilla ja rotilla. Clostridium piliforme: Tyzzer in taudin aiheuttaja (aikaisemmin Bacillus piliformis) ei kasva bakteerien elatusaineessa. Tyzzer in taudin toteaminen histopatologian avulla ei ole herkkä. Positiivisia serologisia reaktioita ilmenee säännöllisesti ilman kliinisiä sairauden oireita ja voivat olla merkki äskettäisestä infektiosta. Serologisten tulosten tulkinta on kiistanalaista. PCR-testauksen sopivuus on vielä epäselvää. Merkkinä taudinaiheuttajan läsnäolosta on käytetty vastustuskyvyn heikkenemistä merkittävällä osalla eläimistä. Helicobacter spp.: tähän sukuun kuuluvia lajeja on löydetty useita sen jälkeen kun ne ensimmäisen kerran eristettiin jyrsijöistä n. 10 vuotta sitten. Tällä hetkellä on viitteitä siihen, että jotkut lajit voivat aiheuttaa kliinisen taudin tai niillä voi olla vaikutusta eläinkokeisiin (mm. H. hepaticus, H. bilis, H.typholonicus), kun taas joillakin lajeilla näitä vaikutuksia ei ole pystytty osoittamaan (mm. H. rodentium). Lisää lajeja tunnistetaan todennäköisesti lähiaikoina, joten yleisiä suosituksia siitä mitä lajeja pitäisi tarkkailla ei vielä voida antaa. Mycoplasma spp.: M. pulmonis on tällä hetkellä kaikkein tärkein laji hiirillä ja rotilla. Tarkkailu tapahtuu yleensä serologisesti, mutta vastaainevasteet vaihtelevat suuresti eri kantojen välillä. Viljely on hankalaa, mutta voi tuoda esiin muita mykoplasmalajeja. PCR:n käyttö on mahdollista. Pasteurellaceae: Kaikkien pasteurellalajien tarkkailua suositellaan. Pasteurella pneumotropica kuvaa ryhmää geneettisesti vaihtelevia organismeja. Toistuvasti on osoitettu, että eri laboratoriot tulevat eri tulokseen samasta jyrsijöiden Pasteurella-kannasta, ja kaupalliset identifiointikitit eivät tunnista näitä kantoja kunnolla. Salmonella spp.: silloin tällöin löytyy kaikilta eläinlajeilta. Tartunnan saaneet jyrsijät ja muut eläimet sekä ihmiset voivat olla tartuntalähteitä. Riski on suuri erityisesti yksiköissä, joissa paljon erilaisia toimintoja ja erilaisen terveydellisen statuksen omaavia eläimiä. Staphylococcus aureus: tämä bakteerilaji on läsnä kaikissa jyrsijäkolonioissa, joissa eläimet ja ihmiset ovat suorassa kontaktissa. Voi aiheuttaa kliinisiä oireita (paiseet, haavatulehdukset). Poikkeustilanteissa voivat muutkin Staphylococcus-lajit aiheuttaa kliinisiä oireita, ainakin puutteellisen vastustuskyvyn omaavilla eläimillä. Streptococcus spp.: ("-hemolyyttinen S. pneumoniae ja ß-hemolyyttiset muut lajit) aiheuttavat harvoin kliinistä tautia ja ovat lähinnä tärkeitä alentuneen vastustuskyvyn omaavilla eläimillä, saattavat aiheuttaa myös oireita immunologisen vastustuskyvyn omaavilla eläimillä. Virukset Corona-virukset (MHV hiirillä, RCV/SDAV rotilla): havaitaan säännöllisesti ja ovat voimakkaasti immunologiaa moduloivia. Tartunnat ovat yleensä itserajoittavia mutta voivat olla pysyviä vastustuskyvyltään alhaisilla eläimillä. Ectromelia-virus: viimeaikaiset tartunnat ovat tulleet lähinnä kontaminoituneesta biologisesta materiaalista (seerumi, solut), villihiiristä sekä lemmikeistä. Herkkyys ja vasta-ainevasteet vaihtelevat suuresti eri hiirikannoilla. Hanta-virukset: villit jyrsijät ovat tähän ryhmään kuuluvien zoonoottisten virusten luonnollisia lähteitä. Laboratoriorotat ja rottaperäiset materiaalit ovat toistuvasti olleet lähteenä Seoul serotyypin Hantavirus-tartunnoille tutkimushenkilöstössä. Muita serotyyppejä (esim. Puumala) ei ole toistaiseksi havaittu laboratorioeläimissä. Hantavirustartunnat rotissa ovat epätodennäköisiä. Lactate dehydrogenase elevating virus (LDV): tartuttaa vain hiiriä ja siirtyy populaatiossa vain vertikaalisesti tai suoran kosketuksen kautta (veri). Tärkein siirtymistapa on tutkimustoimenpiteiden kautta (injektiot, eläin-eläin -kasvainten siirrot, mikro-organismit, loiset jne.). Sitä tuskin löytyy kasvatusyksiköistä, mutta on merkittävä biologisten materiaalien kontaminoija. Tulisi sisällyttää biologisen materiaalin tarkkailuohjelmaan ja tarkkailla hiiristä, joihin sellaista materiaalia laitetaan. Mouse adenovirus: on osoitettu, että hiiren adenovirukset eivät aina ristireagoi serologisissa testeissä. Siksi molempia kantoja (FL, K87) tulisi käyttää antigeeneinä. Positiivisia tuloksia on löydetty myös rotilla, joten nekin suositellaan tarkkailtavaksi tämän viruksen suhteen. 15

10 Parvovirukset: aikaisempien tunnettujen parvovirusten (MVM, KRV, H-1) lisäksi on löydetty uusia viimeisen kymmenen vuoden aikana (mouse parvovirus MPV; rat parvovirus RPV). Näillä viruksilla on eri kantoja ja niiden lisääminen soluviljelmissä ei ole helppoa. Tämän vuoksi antigeeneja on vaikea saada ja vain muutamat laboratoriot kykenevät testaamaan näitä taudinaiheuttajia spesifisillä testeillä. Rabbit haemorrhagic disease virus (RHDV): tämä erittäin tarttuva calici-virus aiheuttaa korkeaa kuolleisuutta kaniinipopulaatioissa. Myös tautia aiheuttamattomia calici-viruksia esiintyy, jotka sekoittavat serologisia testituloksia. Positiiviset serologiset RHDV-tulokset saattavat siis johtua näiden viruskantojen aiheuttamista ristireaktioista. Positiivisten tulosten tulkinnassa tulee noudattaa varovaisuutta. Rabbit parvovirus: tartuntoja näyttäisi tapahtuvan säännöllisesti kanikasvattomoissa. Tarkkailu suositellaan tehtäväksi heti kun antigeeni on saatavilla. Rabbit box virus (myxomatosis): aikaisemmin suositeltiin tarkkailtavaksi, mutta koska hyönteiset ovat sen luonnollinen siirtymisreitti, tartuntoja ei pitäisi löytyä hyvinhoidetusta koloniasta. Diagnosointi voidaan tehdä helposti kliinisistä oireista ja ruumiinavauksessa. Loiset Amoebae (Entamoeba sp.): kommensaalinen alkueläin, joka löytyy paksusuolesta. Tartunnat ovat subkliinisiä eikä niiden ole raportoitu vaikuttavan tutkimustuloksiin. Ne saattavat kuitenkin olla merkki hygienian epäonnistumisesta tai kontakteista villeihin tai infektoituneisiin eläimiin. Coccidia: nämä isäntäspesifiset alkueläimet ovat yleisiä kaniineilla ja marsuilla ja voivat aiheuttaa suolitulehduksia tai kuolemaa, lähinnä nuorilla eläimillä. Coccidia-tartuntoja voi olla myös hiirillä ja rotilla, mutta ne ovat harvinaisia. Ectoparasites (ulkoloiset): laboratorioeläin kolonioissa voi olla voimakkaitakin ulkoloistartuntoja (punkit, kirput, täi, väiveet). Encephalitozoon cuniculi: tätä mikrosporidiaanista loista tavataan kaikilla lajeilla, mutta lähinnä kaniineilla ja marsuilla. Se aiheuttaa monipesäkkeistä munuaistulehdusta ja aivotulehdusta (yleensä subkliinisiä). Tartuttavia itiöitä erittyy virtsaan. Nematodes (Sukkulamadot): useita lajeja on raportoitu useimmilta laboratorioeläimiltä. Niitä saattaa olla eri kohdissa ruuansulatuskanavaa (esim. mahalaukussa, maksassa, umpisuolessa, paksusuolessa) ja jopa virtsarakossa rotilla (Trichosomoides crassicauda). Elinkiertoeroista sekä mieltymyksistä tiettyihin isäntäeläimen paikkoihin johtuen useita erilaisia tarkkailumenetelmiä (esim. peräaukon tutkiminen teippimenetelmällä, flotaatio, märkälevite umpisuolesta) voi olla tarpeen käyttää, jotta hiirten ja rottien kihomatotartunnat (Syphacia sp., Aspiculuris) löydetään riittävän luotettavasti. Toxoplasma gondii: tarkkailua suositeltiin aikaisemmin, mutta koska tarttuvaa muotoa erittävät vain kissaeläimet (Felidae), tartuntojen leviämistä ei tapahdu jyrsijä- ja kaniinikolonioissa. Trichomonads: tällä hetkellä ei ole todisteita siitä että nämä apatogeeniset flagellaatat vaikuttaisivat isäntäeläintensä fysiologisiin muuttujiin. Ne ovat kuitenkin todennäköisesti lajispesifisiä, joten voivat olla merkki barrierisysteemin vuotamisesta tai suorasta/epäsuorasta kontaktista villeihin jyrsijöihin. 16

11 Liite 3. Terveystarkkailuraportit (hiiri, rotta, kaniini) Location: HEALTH MONITORING REPORT: Date of issue: Species: Mouse Strains: Other species and strains present within the unit: Housing: (Barrier/Non-barrier/IVC/Isolator) Viruses Mouse hepatitis virus Mouse rotavirus (EDIM) Parvoviruses Minute virus of mice Mouse parvovirus Pneumonia virus of mice Sendai virus Theiler's murine encephalomyelitis virus Ectromelia virus Lymphocytic choriomeningitis virus Mouse adenovirus type 1 (FL) Mouse adenovirus type 2 (K87) Mouse cytomegalovirus Reovirus type 3 Additional organisms tested: Frequency Latest Test Date Latest Results (1) Testing Laboratory (2) Test Method (3) Historical Results (# 18 months) Bacteria, mycoplasma and fungi Citrobacter rodentium Clostridium piliforme (Tyzzer's disease) Corynebacterium kutscheri Helicobacter spp. Mycoplasma spp. Pasteurellacae Salmonella spp. Streptococci $-haemolytic(not group D) Streptococcus pneumoniae Streptobacillus moniliformis Additional organisms tested: Parasites Ectoparasites: Species designation Endoparasites: Species designation Pathological lesions observed Positive findings in other species in the same unit: 1. Historical and latest test results: Number of animals positive / number of tested animals; NT not tested. 2. Abbreviations of laboratories: BioDoc: Biomedical Diagnostics, Hannover; SVA: Statens Veterinärmedicinska Anstalt, Uppsala; NVFRI: National Veterinary and Food Research Institute, Kuopio; NLAC: National Laboratory Animal Center, Kuopio; SD: Surrey Diagnostics Limited, UK 3. Abbreviations of methods: ELISA: Enzyme-linked immunosorbent assay; IFA: Immunofluorescence assay, HAI: Haemaglutination inhibition assay; CULT: Culture; PCR: Polymerase Chain Reaction; MICR: Microscopy. 17

12 HEALTH MONITORING REPORT: Location: Housing: Date of issue: Species: Rat Strains: Species and strains present within the unit: Viruses Parvoviruses Kilham rat virus Rat parvovirus Toolan's H1 virus Pneumonia virus of mice Sendai virus Sialodacryoadenitis/Rat coronavirus Hantaviruses Mouse adenovirus type 1 (FL) Mouse adenovirus type 2 (K87) Reovirus type 3 Additional organisms tested: Frequency Lates t Test Date Latest Results (1) Testing Laboratory (2) Test Method (3) Historical Results (# 18 months) Bacteria, mycoplasma and fungi Bordetella bronchiseptica Clostridium piliforme (Tyzzer's disease) Corynebacterium kutscheri Helicobacter spp. Mycoplasma spp. Pasteurellacae Salmonella spp. Streptobacillus moniliformis Streptococci $-haemolytic (not group D) Streptococcus pneumoniae Additional organisms tested: Parasites Ectoparasites: Species designation Endoparasites: Helminths Protozoas Pathological lesions observed Positive findings in other species in the same unit: 1. Historical and latest test results: Number of animals positive / number of tested animals; NT not tested. 2. Abbreviations of laboratories: BioDoc: Biomedical Diagnostics, Hannover; SVA: Statens Veterinärmedicinska Anstalt, Uppsala; NVFRI: National Veterinary and Food Research Institute, Kuopio; NLAC: National Laboratory Animal Center, Kuopio; SD: Surrey Diagnostics Limited, UK 3. Abbreviations of methods: ELISA: Enzyme-linked immunosorbent assay; IFA: Immunofluorescence assay, HAI: Haemaglutination inhibition assay; CULT: Culture; PCR: Polymerase Chain Reaction; MICR: Microscopy. 18

13 HEALTH MONITORING REPORT: Location: Housing: Date of issue: Species: Rabbit Strains: Species and strains present within the unit: Viruses Rabbit haemorrhagic disease (RHDV) Rabbit rotavirus Additional organisms tested: Frequen cy Latest Test Date Latest Results (1) Testing Labora-tory (2) Test Method (3) Historical Results (# 18 months) Bacteria, mycoplasma and fungi Bordetella bronchiseptica Clostridium piliforme (Tyzzer's disease) Pasteurella multocida Salmonella spp. Dermatophytes Additional organisms tested: Parasites Ectoparasites: Species designation Endoparasites: Helminths Protozoas Encephalitozoon cuniculi Pathological lesions observed Positive findings in other species in the same unit: 1. Historical and latest test results: Number of animals positive / number of tested animals; NT not tested. 2. Abbreviations of laboratories: BioDoc: Biomedical Diagnostics, Hannover; SVA: Statens Veterinärmedicinska Anstalt, Uppsala; NVFRI: National Veterinary and Food Research Institute, Kuopio; NLAC: National Laboratory Animal Center, Kuopio; SD: Surrey Diagnostics Limited, UK 3. Abbreviations of methods: ELISA: Enzyme-linked immunosorbent assay; IFA: Immunofluorescence assay, HAI: Haemaglutination inhibition assay; CULT: Culture; PCR: Polymerase Chain Reaction; MICR: Microscopy. 19