Verisuonen sisäisiä katetreja ovat ääreislaskimokanyyli,

Katsaus Verisuonikatetriperäinen infektio Tero Ala-Kokko, Jouko Laurila, Seppo Alahuhta ja Hannu Syrjälä Kun potilaalle asetetaan suonensisäinen katetri, ihon luonnollinen suojamekanismi rikkoutuu ja mikrobit pääsevät tavallista helpommin verenkiertoon. Kaikkiin verisuonikatetreihin liittyy infektioriski. Katetrin kontaminaatio terveydenhuoltohenkilöstön käsien välityksellä on suurin uhka katetri-infektion kannalta. Sitä voidaan vähentää aseptisella työskentelyllä katetria asetettaessa sekä käsien desinfektiolla ja suojakäsineitten käytöllä katetria myöhemmin kosketeltaessa. Vaikka mikrobien kolonisoitumista estävät päällystemateriaalit vähentävät katetrin infektoitumista ja sitä mahdollisesti seuraavaa bakteremiaa, ne eivät korvaa infektion torjuntatoimenpiteitä. Katetrin poisto on edelleen katetriperäisen infektion hoidon kulmakivi. Verisuonen sisäisiä katetreja ovat ääreislaskimokanyyli, valtimokanyyli, keskuslaskimokatetri, tunneloitu keskuslaskimokatetri, keuhkovaltimokatetri ja tunneloitava keskuslaskimokatetri, jossa on implantoitava injektioportti. Niitä käytetään yleisesti invasiiviseen monitorointiin, nestehoitoon, ravitsemukseen, munuaisten korvaushoitoihin, plasmafereesiin, lääkeaineiden antoon, verisuoniin kohdistuviin tai niiden kautta suoritettaviin toimenpiteisiin sekä punasolujen ja muiden verituotteiden antamiseen. Suonensisäiset katetrit aiheuttavat kaksi kolmasosaa kaikista tehohoidossa havaituista aikuisten bakteremioista (Edgeworth ym. 1999). Niistä 81 % on peräisin keskuslaskimokatetreista, 17 % valtimokanyyleista ja 2 % ääreislaskimokanyyleista. Yli puolet kaikista sairaalabakteremioista ja kandidemioista on katetriperäisiä (Maki ja Mermel 1998). Eurooppalaisessa tehohoitotutkimuksessa keskuslaskimokatetri aiheutti yli nelinkertaisen riskin (riskisuhteen 95 %:n luottamusväli 3.6 6.81) saada bakteremia (Vincent ym. 1995). Vielä on epäselvää, lisääkö katetrisepsis tehohoitopotilaiden kuolleisuutta. Soufirin ym. (1999) tuoreessa tutkimuksessa katetrisepsis ei näyttänyt lisäävän kuolleisuutta, kun potilaan sairauden vaikeusaste otettiin huomioon (riskisuhde 1.14, 95 %:n luottamusväli 0.76 2.61, p = 0.27). Katetriperäisen infektion määritelmät Katetriperäiset infektiot ovat joko paikallisia (pistokohta, ihonalainen kudos ja katetrin infektio) tai yleisinfektioita (katetriperäinen bakteremia ja katetrisepsis). Katetrisepsikseen liittyy katetrin infektion aiheuttama elimistön yleistynyt tulehdusreaktio SIRS (kuume tai hypotermia, leukosytoosi tai leukopenia, takykardia, takypnea). Katetriperäisen infektion määritelmät auttavat ymmärtämään katetri-infektioiden syntyä (taulukko 1). Kontaminaatiolla tarkoitetaan mikrobien läsnäoloa katetrin pinnalla. Kolonisaatiossa mikrobit lisääntyvät. Tilanne etenee infektioksi, kun mikrobien lisääntymiseen liittyy elimistön reaktio. Katetrin infektoitumista on usein vaikea havaita kliinisesti paikallisoireiden puuttumisen takia (Pearson ym. 1996, Maki ja Mermel 1998). Duodecim 2000; 116: 503 1 0 503

Taulukko 1. Katetriperäisen infektion määritelmät (Pearson ym. 1996, Maki ja Mermel 1998). Pistokohdan kolonisaatio Pistokohdan infektio tai tunneli-infektio Katetrin merkityksetön kolonisaatio Katetrin merkittävä kolonisaatio tai infektio Katetriperäinen bakteremia Mahdollinen katetrisepsis Varma katetrisepsis Alle 15 pesäkettä semikvantitatiivisessa viljelyssä tai alle 1 000 pesäkettä kvantitatiivisessa viljelyssä Punoitus, turvotus, kivulias induraatio tai märkäerite tai vähintään 15 pesäkettä semikvantitaviisessa viljelyssä tai vähintään 1 000 pesäkettä katetrin ihonalaisen osan kvantitatiivisessa viljelyssä Alle 15 pesäkettä semikvantitatiivisessa viljelyssä tai alle 1 000 pesäkettä kvantitatiivisessa viljelyssä Vähintään 15 pesäkettä semikvantitatiivisessa (tai vähintään 1 000 pesäkettä kvantitatiivisessa) suonensisäisen tai ihonalaisen osan viljelyssä Perifeerisen laskimoverinäytteen ja katetrin kärjen tai ihonalaisen osan viljelyssä sama mikro-organismi (jos kyseessä koagulaasinegatiivinen stafylokokki, vaaditaan kaksi positiivista veriviljelytulosta) Kliininen sepsis tilanteessa, jossa veriviljelyn tulos on negatiivinen ja oireet häviävät pian katetrin poiston jälkeen ja katetrin osassa tai pistokohdassa on merkittävää kasvua Sepsiksen kliiniset oireet ja katetriperäinen bakteremia Patogeneesi Katetriperäisen infektion syntymiseen vaikuttavat monet eri tekijät (taulukko 2). Mikrobit pääsevät pistokohdasta verenkiertoon etenemällä ensin ihonalaiseen pistokanavaan. Seuraavaksi ne kiinnittyvät katetrin ulkopintaan. Kolonisoitumisen edetessä ne saavuttavat katetrin kärjen (Linares ym. 1985). Tavallisimmat katetriinfektion aiheuttajat koagulaasinegatiivinen stafylokokki ja S. aureus sekä puolet hiivasieniinfektioista ovat lähtöisin iholta (Norwood ym. 1991). Ihon pistokohdan mikrobit aiheuttavat katetrin ulkopinnan infektion yleisimmin alle kymmenen vuorokauden kuluessa katetrin asettamisesta (Pearson ym. 1996). Toinen katetriinfektioiden syntytapa liittyy injektioportteihin, joihin mikrobit pääsevät henkilökunnan käsistä (Linares ym. 1985). Injektioportin kautta mikrobit kolonisoivat katetrin sisäpinnan. Injektioportista lähtöisin oleva sisäpinnan kolonisoituminen aiheuttaa katetriperäisen infektion yleisimmin yli kymmenen päivän kuluttua katetrin asettamisesta (Pearson ym. 1996). Harvinaisempia syitä katetri-infektiolle ovat hematogeeninen leviäminen elimistön muualla sijaitsevasta infektiopesäkkeestä tai infusoitavien liuosten kontaminoituminen (Norwood ym. 1991). Grampositiiviset bakteerit ja hiiva ovat tavallisimmat katetrin kolonisaation ja infektion aiheuttajat. Erityisesti koagulaasinegatiivisen stafylokokin, S. aureuksen, enterokokkien ja kandidalajien aiheuttamat katetriperäiset infektiot ovat lisääntyneet 1980-luvun puolivälin jälkeen (Pearson ym. 1996). Koagulaasinegatiivinen stafylokokki, erityisesti S. epidermidis, on yleisin suonensisäisten katetrien kolonisoija. Tosin vain 2 %:ssa koagulaasinegatiivinen stafylokokkikolonisaatio johtaa dokumentoituun bakteremiaan (Edgeworth ym. 1999). S. aureus -kolonisaatio aiheuttaa herkemmin dokumentoidun bakteremian (19 %:ssa). Vaikka gramnegatiiviset bakteerit kolonisoivat katetrin harvoin, liittyy siihen jopa 27 %:n todennäköisyys saada bakteremia (Edgeworth ym. 1999). Katetriperäisen infektion diagnostiikka Katetriperäisen infektion aiheuttamat yleisoireet eivät poikkea muiden infektioiden yleisoireista. Katetriperäisen infektion mahdollisuuteen viittavat pistokohdan punoitus, turvotus, kipu tai eritys, äkillinen septinen sokki kanyloidulla potilaalla tai antibioottihoitoihin reagoimaton infektio. Katetriperäistä infektiota on syytä epäillä myös, kun potilaalla on suonensisäinen katetri ja hänellä todetaan epäselvä kuume. Edellisten lisäksi myös veriviljelyssä todettu stafylo- 504 T. Ala-Kokko ym.

kokin tai kandidan kasvu tai infektiotilanteen dramaattinen paraneminen verisuonikatetrin poiston jälkeen viittaavat katetriperäiseen infektioon (Maki ja Mermel 1998). Varman katetriperäisen infektion diagnostiikka edellyttää toistaiseksi katetrin poistamista sekä katetrin osan viljelyä. Lisäksi diagnoosin varmistus edellyttää samanaikaisesti ääreislaskimosta otetun verinäytteen viljelyä. Katetrin osa voidaan viljellä kolmella tavalla. Kvalitatiivinen viljelytekniikka, jossa vain todetaan mikrobikasvu, aiheuttaa vääriä positiivisia löydöksiä, koska sillä ei voida erottaa toisistaan merkityksetöntä kolonisaatiota ja todellista infektiota. Hieman parempi menetelmä on semikvantitatiivinen viljely, johon otetaan näyte katetrin ulkopinnasta pyörittämällä katetrin osaa viljelyalustalla. Paras tapa on tehdä kvantitatiivinen viljely, jolloin katetrin osa upotetaan viljelynesteeseen. Tällöin viljelytulos sisältää myös katetrin sisäpinnalta irronneet mikrobit. Useat tutkimukset tukevat semikvantitatiivista tai kvantitatiivista viljelymenetelmää. Kvantitatiivisen menetelmän herkkyyttä ja spesifisyyttä voidaan vielä lisätä esimerkikisi katetrin näytepalan ultraäänitärytyksellä tai hetkutuksella (vorteksointi) siihen kiinnittyneiden mikrobien irrottamiseksi (Maki 1994). Katetriperäisen infektion varmistamiseksi ja turhien katetrinvaihtojen välttämiseksi on ehdotettu samanaikaista ääreislaskimosta tehtävää kvantitatiivista veriviljelyä ja katetrin injektioportista otettavan verinäytteen viljelyä (Grandsen ym. 1998). Menetelmä on kuitenkin työläs ja aikaa vievä. Blotin ym. (1999) tuoreen prospektiivisen tutkimuksen mukaan katetrin kautta ja ääreislaskimosta otettujen veriviljelynäytteiden automaattinen kvalitatiivinen seulonta näyttäisi ennustavan hyvin varmasti katetriperäisen sepsiksen, mikäli sekä katetri- että ääreislaskimonäyte muuttuivat positiivisiksi kahden tunnin kuluessa. Pitempi aikaero viittaisi muualla olevaan sepsiksen lähtökohtaan. Uutena ratkaisuna on esitelty nopea (30 min) menetelmä, jossa aspiroidaan verisuonikatetrin injektioportin kautta verinäyte ja siitä sentrifugoidulle solupelletille tehdään gram- ja AOLC-värjäys (acridine-orange leucocyte cytospin test) (Kite Taulukko 2. Katetriperäisen infektion riskitekijät (Norwood ym. 1991, Reed ym. 1995, Raad 1998). Keskuslaskimokatetrin punktiopaikka Reisilaskimo (suurin riski) Sisempi kaulalaskimo Solislaskimo (pienin riski) Ääreislaskimokanyylin punktiopaikka Ranne tai kyynärvarsi (suurin riski) Käden selkäpuoli (pienin riski) Potilaan ikä Potilaan perussairaudet Sepsis Tehohoito (sairauden vaikeusaste) Palovamma Neutropenia Immunosuppressio Käytetyt antibiootit Katetrityyppi Moniluumenkatetri (suurin riski) Keskuslaskimokatetri Tunneloitu keskuslaskimokatetri Valtimokanyyli Ääreislaskimokanyyli (pienin riski) Katetrimateriaali Polyetyleeni (suurin riski) Teflon Polyvinyylikloridi Polyuretaani (pienin riski) Katetrin käyttöaika Katetrin käyttö Rasvaemulsioiden infuusio Punasolujen anto Katetrin manipulaatiokertojen lukumäärä Tehohoitoajan pituus ennen kanylointia ym. 1999). Molemmat edellä kuvatut menetelmät mittaavat vain katetrin sisäpinnan kolonisaatiota ja soveltuvat lähinnä pitkäaikaiskatetrien infektiodiagnostiikkaan. Niiden käyttökelpoisuus on vielä lopullisesti osoittamatta. Lisäksi menetelmien tuottama kustannussäästö poistamatta jääneiden katetrien osalta on myös osoitusta vailla. Katetriperäisten infektioiden diagnostiikassa tulisi pyrkiä kvantitatiivisiin viljelymenetelmiin nykyisin käytössä olevien kvalitatiivisen ja semikvantitatiivisen viljelytekniikan lisäksi. Näytteeksi tarvitaan poistetun katetrin kärkeä ja mielellään myös pala katetrin ihonalaisesta osasta. Lisäksi tulisi ottaa samanaikaisesti perifeerises- Verisuonikatetriperäinen infektio 505

tä laskimoverestä kvantitatiivinen veriviljelynäyte. Sen sijaan potilaalta ei pidä ottaa veriviljelynäytettä katetrien injektioporteista, koska siitä saatava tulos edustaa kontaminaatiota, kolonisaatiota tai todellista bakteremiaa. Niinpä pelkkä katetrin kautta otettu veriviljelynäyte ei ole luotettava bakteremian osoittaja (Norwood ym. 1991). Myös Suomen sairaaloissa tulisi harkita kvantitatiivisen viljelytekniikan käyttöönottoa. Tämä parantaisi katetrisepsisten mikrobiologista diagnostiikkaa ja mahdollistaisi kansainväliset vertailut. Katetriperäisen infektion ehkäisy Katetriperäisen infektion välttäminen onnistuu huolellisilla ehkäisevillä toimenpiteillä, joista on julkaistu viime vuosina hyviä yleiskatsauksia (taulukko 3). Katetrin tarve tulee arvioida päivittäin, ja kaikista verisuonikatetreista on syytä luopua heti, kun niitä ei enää tarvita. Keskuslaskimokatetrin käyttötarkoitus ratkaisee luumenien lukumäärän. Moniluumenkatetrit tulee vaihtaa mahdollisimman pian yksiluumenisiin. Ääreislaskimokanyylit, jotka on asetettu ensihoitotilanteessa tai muissa hätätilanteissa, pitää vaihtaa mahdollisimman pian, koska ne todennäköisesti ovat kolonisoituneita, kun punktion yhteydessä ei ole kyetty noudattamaan riittävää aseptiikkaa. Koulutus. Ääreislaskimokanyylien standardoidun asettamistekniikan, toimenpiteen tekijöiden kokemuksen ja päivittäisen pistopaikan tarkkailun ja hoidon on todettu vähentävän selvästi ääreislaskimokanyyleihin liittyviä tulehduskomplikaatioita sekä katetriperäisiä sepsiksiä (Soifer ym. 1998). Suonensisäisen katetrin eri osat (injektioportti, kärki, ohjainvaijeri, muu osa) tai potilaan iho voivat kontaminoitua terveydenhuoltohenkilöstön käsihygienian laiminlyöntien vuoksi katetria asetettaessa tai sitä myöhemmin käsiteltäessä. Aseptinen työskentely. Keskuslaskimokatetria asetettaessa käytetään tavallisesti suu-nenäsuojusta, hiussuojusta ja steriilejä käsineitä käsien huolellisen desinfektion jälkeen. Näiden lisäksi toimenpidealueen laaja peittely sekä pukeutuminen steriiliin takkiin vähentävät keuhkovaltimokatetrointiin liittyviä bakteremioita neljännekseen (Mermel ym. 1991) ja keskuslaskimokatetriin liittyviä kuudennekseen (Raad ym. 1994). Käsien huolellinen desinfiointi ennen ääreislaskimokanyylin asettamista on ehdoton vaatimus (Nystrom 1994). Lisäksi käsien desinfektio on muistettava aina, kun verisuonikatetria käsitellään tai annetaan ruiskeita katetrin injektioportista. Desinfektion ohella näissä tilanteissa tulee käyttää tehdaspuhtaita suojakäsineitä. Teho-osastoilla henkilökunnan määrän on todettu vaikuttavan katetrisepsisten esiintyvyyteen. Fridkinin ym. (1996) tutkimuksessa todettiin, että jos yksi hoitaja vastasi kahdesta potilaasta, katetriperäisiä sepsiksiä esiintyi selvästi enemmän (riskisuhde 61.9, 95 %:n luottamusväli 1.23 3074). Tunneloinnissa osa katetrin proksimaalipäästä kanavoidaan ihon alle kauemmaksi pistokohdasta. Randolphin ym. (1998) meta-analyysissä todettiin, että tunnelointi vähensi merkitsevästi katetriperäisiä sepsiksiä (riskisuhde 0.56, 95 %:n luottamusväli 0.31 1). Tunnelointi vaatii erikoistekniikkaa, erikoiskatetrit ja erikoisvälineistön. Se lisää kustannuksia, ja siihen saattaa liittyä komplikaatioita. Riittävää näyttöä sen kustannushyödystä ei toistaiseksi ole. Infuusioletkuston vaihto. Useat tutkimukset osoittavat, että infuusioletkuja ei tarvitse vaihtaa useammin kuin kolmen vuorokauden välein, ellei potilaalle infusoida verituotteita tai rasvaliuoksia. Silloin letkustot tulee vaihtaa vähintään 24 48 tunnin välein (Maki ja Mermel 1998). Antibioottihuuhtelu ja injektioportin käsittely. Keskuslaskimokatetrin huuhtelu antibioottiliuoksella ei vähennä bakteremian riskiä, ja siihen liittyy huomattava resistenttien grampositiivisten mikrobien syntymisen riski. Katetrin kolonisaation välttämiseksi injektioportit on pidettävä puhtaana ja puhdistettava ennen portin käyttöä A12T:llä tai 0.5-prosenttisella klooriheksidiinispriillä. Niitä käsiteltäessä on huolehdittava käsien desinfektiosta ja käytettävä tehdaspuhtaita käsineitä. Lisäksi suositellaan injektioportissa käytettävän korkin vaihtamista käytön jälkeen uuteen, vaikka tästä ei ole tutkimustuloksia. 506 T. Ala-Kokko ym.

Taulukko 3. Verisuonikatetriperäisen infektion ehkäiseminen. Suositeltavia menetelmiä (Reed ym. 1995, Pearson ym. 1996, Raad 1998) Suomen olosuhteisiin sovellettuina. Menetelmä Koulutus Käsihygienia Punktiokohdan puhdistus Suojautuminen keskuslaskimokanyloinnissa Tunnelointi Katetrin luumenmäärän valinta Injektioportin puhdistus Peitemateriaalin valinta Pistokohdan tarkkailu Katetrin vaihto Infusoitavien nesteiden tai lääkkeiden käsittely Katetrin asettamisajankohdan rekisteröinti Erikoispäällysteisen katetrin valinta Huomioitavaa Katetrin käyttöaiheet, kanylointitekniikka, katetrin hoito Käsien desinfektio pistokohtaa tunnusteltaessa Käsien desinfektio ja tehdaspuhtaat suojakäsineet ennen ääreislaskimokanylointia ja aina kun käsitellään verisuonikatetria Käsien desinfektio ja steriilit suojakäsineet ennen valtimo- tai keskuslaskimo kanylointia. 0.5-prosenttinen klooriheksidiinispriiliuos, mekaaninen puhdistus; desinfektioaineen annettava kuivua ennen punktiota Hiussuojus, suu-nenäsuojus, steriili takki, punktioalueen laaja peittely Pitkäaikaisessa käytössä (yli kuukausi) Pyritään käyttämään ensisijaisesti yksiluumenista katetria A12T:llä tai 0.5-prosenttisella klooriheksidiinispriillä ennen lääkkeen antoa, näytteen ottoa ja infuusion yhdistämistä Kuiva, ihon kosteutta ehkäisevä; ei kosketa pistokohtaa peitettä vaihdettaessa; käytetään tehdaspuhtaita käsineitä Jos infektio, katetri poistetaan Jos vahvasti epäilty tai dokumentoitu katetriperäinen infektio, ei vaihdeta ohjainvaijeria käyttäen Jos ohjainvaijerin kautta vaihdetun katetrin viljelytulos positiivinen, katetri poistetaan ja asetetaan uusi toiseen paikkaan Puhdistetaan ampullien ja pussien injektiokohdat ennen lävistystä, tarkkaillaan ulkonäköä ja tarkistetaan vanhenemispäivämäärä Merkitään selkeästi potilaspapereihin Käyttöä harkitaan riskipotilailla Katetrin säännöllinen vaihto. Tutkimusten mukaan kolonisoituneiden katetrien aiheuttamat sepsikset lisääntyvät neljännen päivän jälkeen (Norwood ym. 1991). Silti katetriperäiset bakteremiat eivät vähentyneet kolmen päivän tai viikon välein suoritetulla keuhkovaltimokatetrien rutiinimaisilla vaihdoilla (Eyer ym. 1990, Cobb ym. 1992). Myöskään ääreislaskimokanyylien rutiinivaihto ei ole vähentänyt infektioita (Bregenzer ym. 1998). Katetrin vaihto ohjainvaijeria käyttäen. Keskuslaskimokatetrin vaihtoon liittyy punktiokomplikaatioiden (ilmarinta, veririnta, valtimopunktio, vuotokomplikaatio, rytmihäiriöt) mahdollisuus. Niinpä katetrin vaihtoja on suoritettu viemällä ohjainvaijeri entisen katetrin läpi ja ohjaamalla uusi katetri sen avulla. Cobbin ym. (1992) aineistossa potilaat, joille vaihto suoritettiin ohjainvaijerin kautta, saivat useammin katetriperäisen bakteremian kolmen päivän kuluessa vaihdosta (5/84 vs 0/76 potilasta, p = 0.06). Uuden punktioreitin kautta suoritettu vaihto aiheutti taas enemmän mekaanisia komplikaatioita (11/221 vs 3/302 vaihtoa, p = 0.005). Vastaava tulos saatiin Cookin ym. (1997) meta-analyysissa, jonka mukaan ohjainvaijerin kautta suoritettuun vaihtoon liittyi hieman lisääntynyt bakteremiariski (riskisuhde 1.75, 95 %:n luottamusväli 0.89 3.33) mutta vähäisempi mekaanisten komplikaatioiden riski (riskisuhde 0.48, 95 %:n luottamusväli 0.12 1.91). Ohjainvaijerin avulla katetri voidaan vaihtaa toimimattomuuden vuoksi. Vanhasta katetrista tulee ottaa näyte viljelyä varten. Mikäli vanha katetri osoittautuu viljelyssä infektoituneeksi, tulee ohjainvaijerin kautta asetettu katetri vaihtaa toiseen uudesta punktiopaikasta. Katetrin pistopaikan peittely ja hoito. Paikallisilla antibioottivoiteilla tai povidonijodivoiteella ei ole havaittu olevan katetrin infektoitu- Verisuonikatetriperäinen infektio 507

mista vähentävää vaikutusta (Maki ja Band 1981, Maki ja Mermel 1998). Sen sijaan niiden on havaittu lisäävän hiivainfektioiden määrää, eikä niitä suositella myöskään mahdollisen mikrobiresistenssin kehittymisen vuoksi. Katetrin pistopaikan peitteen tulisi pitää pistokohta mahdollisimman kuivana. Makin ym. (1994) prospektiivisessa satunnaistetussa tutkimuksessa (442 potilasta) verrattiin kahden päivän välein vaihdettavaa, teipillä kiinnitettävää steriiliä sidetaitosta, viiden päivän välein vaihdettavaa läpinäkyvää polyuretaanikalvoa ja hyvin läpäisevää läpinäkyvää polyuretaanikalvoa keuhkovaltimokatetrin pistopaikan peitteenä. Pistokohdan infektioita esiintyi vähiten kuivan sidetaitoksen yhteydessä ja eniten läpinäkyvää polyuretaanikalvoa käytettäessä. Lisäksi Hoffmanin ym. (1992) meta-analyysissä todettiin läpinäkyvän kalvon lisäävän katerin infektoitumisen riskiä kuivaan sidetaitokseen verrattuna sekä keskuslaskimokatetrien että ääreislaskimokanyylien yhteydessä. Antisepti- tai antibioottipäällysteiset katetrit. Mikrobien kulkeutumista iholta tai injektioporteista ja katetrin infektoitumista on pyritty ehkäisemään päällystämällä katetri antiseptisillä aineilla (hopea, klooriheksidiini-hopeasulfadiatsiini) tai antibiooteilla (minosykliini-rifampisiini). Pelkän hopealla päällystetyn ihonalaisen kaulusosan tai ulkopinnan proksimaaliosan ei ole todettu vähentävän katetrin infektoitumisriskiä tai katetriperäisiä bakteremioita (Smith ym. 1995, Bach ym. 1999). Sen sijaan antibioottipäällysteiset katetrit näyttäisivät vähentävän bakteremioita tehokkaammin kuin antiseptisilla aineilla päällystetyt (Darquiche ym. 1999, Marik ym. 1999). Niiden ongelmana saattaa olla kuitenkin mikrobiresistenssin kehittyminen. Joka tapauksessa antiseptipäällysteiden on osoitettu vähentävän katetrin infektoitumista, ja yksi meta-analyysi on osoittanut niiden estävän myös katetriperäisiä bakteremioita (Hannan ym. 1999, Veenstra ym. 1999b). Uusimpana vaihtoehtona on hopeamatriksipäällysteinen katetri, jonka käytöstä on lupaavia tuloksia (Böswald ym. 1999). On syytä odottaa kuitenkin suuremmalla aineistolla tehdyn monikeskustutkimuksen tuloksia ennen kalliiden katetrien laajaa käyttöönottoa. Todennäköisesti tietyt erityisryhmät hyötyvät näiden katetrien käytöstä (palovamma, septinen monielinelinvaurio, immunosuppressio ja neutropenia). Päällystettyjen katetrien käytön on arvioitu tuottavan huomattavia taloudellisia säästöjä (Civetta ym. 1996, Raad ym. 1997, Collin 1999, Veenstra ym. 1999b). Säästöjä arvioidaan saatavan, kun katetrien vaihdot epäiltyjen tai todennettujen katetriperäisten sepsiksien vuoksi harvenevat ja ylimääräisiä hoitopäiviä säästyy. Katetriperäisen infektion hoito Katetrin vaihto. Katetriperäistä sepsistä epäiltäessä, pistokohdan infektiossa tai katetrin ihonalaisen osan infektiossa katetri on yleensä poistettava ja siitä on otettava asianmukaiset mikrobiologiset näytteet. Jos katetria vielä tarvitaan, uusi katetri on punktoitava toiseen pistopaikkaan. Lisäksi potilaalle aloitetaan mikrobilääkehoito. Ohjainvaijeria ei saa käyttää, jos katetriperäisen infektion epäily on hyvin vahva tai punktiopaikka on tulehtunut. Ääreislaskimokanyylien merkitystä infektio-ongelmissa ei tule väheksyä, ja tromboflebiitin ilmaantuessa kanyylin paikkaa on vaihdettava. Katetriperäisessä infektiossa myös kaikki paineenmittaus- ja infuusioletkustot on vaihdettava. Mikäli katetriperäinen sepsis on epätodennäköinen tai katetri joudutaan muusta syystä jättämään paikoilleen (hyytymishäiriö, vaihtaminen vaikeaa), voidaan seurata mikrobilääkkeen tehoa (Cheesbrough ja Barnes 1999). Katetri on kuitenkin aina poistettava, jos veriviljelyssä, pistokohdan tai tunnelin viljelynäytteissä kasvaa pseudomonas, kandida tai S. aureus. Myös koagulaasinegatiivisten stafylokokkien aiheuttamissa bakteremioissa kannattaa katetri useimmiten poistaa, koska paikoilleen jättämiseen liittyy 20 %:n suuruinen bakteremian uusiutumisen riski (Raad ym. 1992). Katetri on aina poistettava, jos potilaan yleistila ei kohene 2 3 vuorokaudessa systeemisellä antibioottihoidolla, vaikka katetriperäiselle infektiolle ei saataisikaan mikrobiologista osoitusta eikä poti- 508 T. Ala-Kokko ym.

laalla todettaisi muuta infektiopesäkettä. Vaste pelkkään antibioottihoitoon on yleensä huono, kun punktiopaikasta erittyy märkää, tunnelissa tai implantoidussa injektioportin taskussa on selvä infektio tai katetri on tukkeutunut. Mikrobilääkehoito. Empiirisen antibioottihoidon aloittaminen riippuu potilaan kliinisestä tilanteesta ja siitä, miten vahvasti katetriperäistä sepsistä epäillään (Maki 1994). Jos poistetusta katetrista saadaan positiivinen viljelyvastaus eikä veriviljelyssä todeta kasvua, ei antibioottihoitoa tarvita varsinkaan, jos potilaan infektiooireet ja löydökset korjaantuvat nopeasti. Mikäli kvalitatiivisessa katetriviljelyssä kasvaa S. aureus, kandida tai gramnegatiivinen sauva, joka voi viitata pelkkään kolonisaatioon, voidaan tilannetta seurata ilman antibioottihoitoa, mutta antibioottilääkitys on aloitettava hyvin herkästi, jos potilaalle kehittyy infektio-oireita. Empiirinen antibioottihoito kannattaa aloittaa stafylokokkeihin tehoavalla lääkkeellä. Valinta stafylokkipenisilliinin ja vankomysiinin välillä riippuu sairaalan stafylokkikannan metisilliiniresistenssitilanteesta. Empiirisesti valittua antibioottilääkitystä muutetaan mikrobien herkkyysmääritystulosten mukaan. Perusteeton vankomysiinihoito tulee aina korvata herkkyysmääritystulosten perusteella muulla vaihtoehdolla (esim. stafylokokkipenisilliini) enterokokkiresistenssiongelman vuoksi. Jos infektio on poikkeuksellisen rajuoireinen tai siihen liittyy CRPpitoisuuden huomattava suureneminen (yli 200 mg/l), aloitushoitoon tulee liittää gramnegatiiviset bakteerit kattava lääke, esimerkiksi kinoloni. Hoidon pituus riippuu infektion vakavuudesta. Yleensä riittää 7 14 päivää, mutta mikäli potilaalla on tekoläppä tai vaikea infektio, hoitoajan on oltava pidempi. Ellei Staphylococcus aureus -sepsiksessä saada selvää vastetta katetrin poistolla ja antibioottihoidolla 2 3 vuorokaudessa, tulee sulkea pois metastaattisen infektiopesäkkeen mahdollisuus (endokardiitti, parenkyymielinten absessit, osteomyeliitti, meningiitti) sekä septiset tromboflebiitit. Komplisoitumattoman S. aureus -bakteremian hoitoajaksi riittää 10 14 päivää, ja ongelmallisessa infektiossa suositellaan 4 6 viikon hoitoaikaa (Raad ja Sabbagh 1992). Kandidemia tulee hoitaa aina, vaikka potilaan oireet häviäisivätkin katetrin poiston jälkeen. Katetriperäisessä kandidemiassa 10 14 vuorokauden flukonatsolihoidon on todettu olevan yhtä tehokas ja vähemmän toksinen kuin amfoterisiini B -lääkitys (Raad 1998). Tällöin on kuitenkin otettava huomioon kandidakantojen herkkyys. Kandidemioissa on hyvä muistaa silmänpohjatutkimus retiniitin pois sulkemiseksi. Lopuksi Kirjallisuuden perusteella voidaan tehdä seuraavia päätelmiä katetriperäisistä infektioista. Kanyloijan aseptinen työskentely katetria asetettaessa sekä käsien desinfektio ja tehdaspuhtaiden suojakäsineiden käyttö myös katetria hoidettaessa vähentävät katetrin kolonisaatiota ja infektoitumista. Kuiva sidetaitos tai läpinäkyvä puoliläpäisevä kalvo (esim. läpinäkyvä haavakalvo) ovat suositeltavimmat katetrin pistopaikan suojausmateriaalit. Katetri poistetaan heti, kun sitä ei enää tarvita. Katetrien rutiinimaisesta vaihdosta ei ole hyötyä. Vaihto on perusteltua, jos punktiokohta punoittaa tai erittää, katetrissa on toimintahäiriö, epäillään katetriperäistä infektiota tai potilas kuumeilee ilman muuta syytä. Antiseptisillä aineilla tai antibiooteilla päällystetyn katetrin käyttö vähentää katetrin infektoitumisen riskiä ja bakteremioita. Niiden käytöstä lienee hyötyä palovammoissa, septisessä monielinvauriossa ja neutropeenisillä potilailla. Kun epäillään katetriperäistä infektiota, katetri poistetaan ja uusi katetri asetetaan toiseen pistokohtaan. Poistetun katetrin kärki ja ihonalainen osa kvantitatiiviseen viljelyyn. Samanaikaisesti otetaan kvantitatiivinen veriviljelynäyte perifeerisestä laskimosta. Katetria ei pidä vaihtaa ohjainvaijerin avulla epäiltäessa katetriperäistä infektiota. Verisuonikatetriperäinen infektio 509

Kirjallisuutta Bach A, Eberhardt H, Frick A, Scmidt H, Böttiger B, Martin E. Efficacy of silver-coating central venous catheters in reducing bacterial colonization. Crit Care Med 1999;27:515 21. Blot F, Nitenberg G, Chachaty E, ym. Diagnosis of catheter-related bacteremia: a prospective comparison of the time to positivity of hub-blood versus peripheral-blood cultures. Lancet 1999;354: 1071 7. Bregenzer T, Conen D, Sakmann P, Widmer A F. Is routine replacement of peripheral intravenous catheters necessary? Arch Intern Med 1998;158:151 6. Böswald M, Laugauer S, Regenfus G, ym. Reduced rates of catheterassociated infection by use of a a new silver-impregnated central venous catheter. Infection 1999;27:S57 S60. Cheesbrough J S, Barnes A J. Should infected intravascular lines be removed?. Kirjassa: Amstrong D, Cohen J, toim. Infectious diseases. London: Mosby, 1999, s. 2.51.2 2.51.4 Civetta J. Antiseptic-impregnated non-tunneled central venous catheters: reducing infection risks and associated costs. Dial Transplant 1996;11:784 98. Cobb D K, High K P, Sawyer R G, ym. A controlled trial of scheduled replacement of central venous and pulmonary-artery catheters. N Engl J Med 1992;327:1062 8. Collin G R. Decreasing catheter colonization through the use of an antiseptic-impregnated catheter. A continuous quality improvement project. Chest 1999;115:1632 40. Cook D, Randolph A, Kernerman P, ym. Central venous catheter replacement strategies: a systematic review of the literature. Crit Care Med 1997;25:1417 24. Darquiche R O, Issam I R, Heard S O, ym. A comparison of two antimicrobial impregnated central venous catheters. N Engl J Med 1999;340:1 8. Edgeworth J D, Tracher D F, Eykyn S J. A 25-year study of nosocomial bacteremia in an adult intensive care unit. Crit Care Med 1999;27:1421 8. Eyer S, Brummitt C, Crossley K, ym. Catheter-related sepsis: prospective randomized study of three methods of long-term catheter maintenance. Crit Care Med 1990;18:1073 9. Fridkin S K, Pear S M, Williamson T H, Galgiani J N. Jarvis W. The role of understaffing in central venous catheter-associated bloodstream infections. Infect Control Hosp Epidemiol 1996;17:150 8. Grandsen W R, Breathnach A S. Approaches to the diagnosis and prevention of intravascular catheter-related infection. Curr Opinion Infect Dis 1998;11:461 4. Hannan M, Juste R N, Umasanker S, ym. Antiseptic-bonded central venous catheters and bacterial colonisation. Anaesthesia 1999; 54:868 72. Hoffman K K, Weber D J, Samsa G P, Rutala W A. Transparent polyurethane-film as an intravenous catheter dressing: a meta-analysis of the infection rates. JAMA 1992;267:2072 6. Kite P, Dobbins B M, Wilcox M H, McMahon M J. Rapid diagnosis of central-venous-catheter-related bloodstream infection without catheter removal. Lancet 1999;354:1504 7. Linares J, Sitges-Serra A, Grau J, Perez J L, Martin R. Pathogenesis of catheter sepsis: a prospective study with quantitative cultures of catheter hub and segments. J Clin Microbiol 1985;21: 357 60. Maki D G. Infections caused by intravascular devices used for infusion therapy: pathogenesis, prevention, and management. Kirjassa: Bistro A I, Waldvogel F A, toim. Infections associated with indwelling medical devices. Washington DC: ASM Press, 1994, s. 155 205. Maki D G, Band J D. A comparative study of polyantibiotic and iodophor ointments in prevention of catheter-related infections. Am J Med 1981;70:739 44. Maki D G, Mermel L A. Infections due to infusion therapy. Kirjassa: Bennett J V, Brachman P S, toim. Philadelphia: Lippincott-Raven Pub. 1998, s. 689 724. Maki D G, Stolz S S, Wheeler S, Mermel L A. A prospective, randomized trial of gauze and two polyurethane dressings for site care of pulmonary artery catheters: implications for catheter management. Crit Care Med 1994;22:1729 37. Marik P E, Abraham G, Careau P, Varon J, Fromm R E. The ex vivo antimicrobial activity and colonization rate of two antimicrobialbonded central venous catheters. Crit Care Med 1999;27: 1128 31. Mermel L A, McCormick R D, Springman S R, Maki D G. The pathogenesis and epidemiology of catheter related infection with pulmonary artery Swan-Ganz catheters: a prospective study utilizing molecular subtyping. Am J Med 1991;9:197 205. Norwood S, Ruby A, Civetta J, Cortes V. Catheter-related infections and associated septicemia. Chest 1991;99:968 75. Nystrom B. Impact of handwashing on mortality in intensive care. Examination of the evidence. Infect Contrtol Hosp Epidemiol 1994;15:435 6. Pearson M L, Committee HICPAC. Guideline for prevention of intravascular-device-related infections. Infect Control Hosp Epidemiol 1996;17:438 73. Raad I, Sabbagh M F. Optimal duration of therapy for catheter-related Staphylococcus aureus bacteremia: a study of 55 cases and review. Clin Infect Dis 1992;14:75 82. Raad I. Intravascular-catheter-related infections. Lancet 1998;351:893 8. Raad I, Darouiche R, Dupuis J, ym. Central venous catheters coated with monocycline and rifampin for the prevention of catheter-related colonization and bloodstream infections. A randomized, doubleblind trial. Ann Intern Med 1997;127:267 74. Raad I, Davis S, Khan A, Tarrand J, Bodey G P. Catheter removal affects recurrence of catheter-related coagulase-negative stahphylococci bacteremia (CRCNSB). Infect Control Hosp Epidemiol 1992;13:215 21. Raad I I, Hohn D C, Gilbreath B J, ym. Prevention of central venous catheter-related infections by using maximal sterile barrier precautions during insertion. Infect Control Hosp Epidemiol 1994;15:231 8. Randolph A G, Cook D J, Gonzales C A, Brun-Buisson C. Tunneling shortterm central venous catheters to prevent catheter-related infection: a meta-analysis of randomized, controlled trials. Crit Care Med 1998;26:1452 7. Reed C R, Sessler C N, Glauser F L, Phelan B A. Central venous catheter infections: concepts and controversies. Intens Care Med 1995;21:177 83. Smith H O, DeVictoria C L, Garfinkel D, ym. A prospective randomized comparison of an attached silver-impregnated cuff to prevent central venous catheter-associated infection. Gynecol Oncol 1995;58:92 100. Soifer N E, Borzak S, Edlin B R, Wenstein R A. Prevention of peripheral venous catheter complications with an intravenous therapy team. A randomized controlled study. Arch Intern Med 1998;158:473 7. Soufir L, Timsit J-F, Mahe C, ym. Attributable morbidity and mortality of catheter related septicemia in critically ill patients: a matched, risk-adjusted, cohort study. Infect Control Hosp Epidemiol 1999;20:396 401. Veenstra D L, Saint S, Saha S, Lumley T, Sullivan S D. Efficacy of antiseptic-impregnated central venous catheters in preventing catheterrelated bloodstream infection. A meta-analysis. JAMA 1999(a); 281:261 7. Veenstra D L, Saint S, Sullivan S D. Cost-effectivness of antiseptic-impregnated central venous catheters for the prevention of catheter-related bloodstream infection. JAMA 1999(b);11:554 60. Vincent J-L, Bihari D J, Suter P M, ym. The prevalence of nosocomial infection in intensive care units in Europe. Results of the European Prevalence of Infection in Intensive Care (EPIC) Study. JAMA 1995;274:639 44. TERO ALA-KOKKO, dosentti, osastonylilääkäri tak@cc.oulu.fi JOUKO LAURILA, LL, erikoislääkäri SEPPO ALAHUHTA, professori OYS:n anestesiaklinikka PL 22, 90220 Oulu Jätetty toimitukselle 18.10.1999 Hyväksytty julkaistavaksi 12.1.2000 HANNU SYRJÄLÄ, dosentti, osastonylilääkäri OYS:n sairaalahygieniaosasto PL 22, 90220 Oulu 510