Lihassolu. Erilaistuneita soluja. Poikkijuovainen lihas. Lihaskudokset. poikkijuovainen lihas BIOLOGIAN LAITOS, SEPPO SAARELA, 2013

Transkriptio

1 Lihassolu Erilaistuneita soluja poikkijuovainen lihas sileälihas sydänlihas fiber = solu, fibril = säie myofibrilli (kreikk. myos = lihas, latinaksi fibrilla = pieni säie) Lihaskudokset Poikkijuovainen lihas poikkijuovainen lihas 50 µm 25 µm 100 µm sydänlihas sileälihas Lihaksen anatomiaa. Lihaksessa on kolme erilaista sidekudoskalvostoa, jotka muodostavat myös lihaksen päissä olevat jänteet. (Marieb et al., 2012)

2 Poikkijuovainen lihassolu 1 Poikkijuovainen lihassolu 2 1. Glykolyyttiset syyt: anaerobinen, energia glykolyysistä vähän mitokondrioita paksu nopea, kehittää runsaasti voimaa lyhyessä ajassa lyhytkestoiseen (1-2 min.) suoritukseen sopiva vaihtolämpöisten eläinten lihastyyppi, sprintterin lihaksisto maitohapon kertyminen NAD + :n regeneroimisessa, poistaminen lihaksista vaatii lepoa ennen uutta suoritusta väri valkoinen esim. kanan rintalihas on valkoinen (huono lentäjä), voi käyttää lihastaan vain lyhyisiin pyrähdyksiin Poikkijuovainen lihassolu 3 Poikkijuovainen lihassolu 4 2. Oksidatiiviset syyt: aerobinen, energia hengitysketjusta runsaasti mitokondrioita ohuita, hidas, pitkäkestoiseen suoritukseen sopiva tasalämpöisen eläimen lihastyyppi, regeneroi jatkuvasti NAD + oksidatiivisen fosforylaation avulla kuluttaa koko ajan runsaasti happea, siksi runsaasti kapillaareja lähellä korkea myoglobiinipitoisuus ja runs. rautapitoisia proteiineja, jotka sitovat hapen verestä väri punainen hyvillä lentäjillä punainen lihas: kolibri, tervapääsky soveltuu pitkäkestoiseen (tunteja) suoritukseen 3. Sekatyyppejä fast glycogenolytic/ slow oxidative

3 Ihmisen lihassyytyyppien ominaisuuksia (Lassi Vuononvirran LuK-työ, 2012) Lihassyyn koko (Marieb et al., 2012) Supistumisnopeus (Larsson & Moss, 1993) Motorisen yksikön koko (Bottinelli & Reggiani, 2000) Energiantuottotapa (Marieb et al., 2012) Lihassyytä hapettavat hiussuonet (Andersen, 1975) Mitokondrioiden osuus sarkoplasmassa (Howald et al., 1985) Tyyppi I Tyyppi II Tyyppi IIx pieni keskikokoinen suuri 0.35 ML / s 1.07 ML / s 3.68 ML / s (muscle length/s) pieni keskikokoinen suuri aerobinen aerobinen / anaerobinen anaerobinen 4.92 ± ± ± 0.4 6% 4.5% 2.3% Ihmisen lihassyytyyppien ominaisuuksia (Lassi Vuononvirran LuK-työ, 2012) Glykogeenipitoisuus (Greenhaff, 1993) Glykogenolyysin aste(greenhaff, 1993) Lipidipitoisuus (Gollnick et al., 1981) Kreatiinifosfaattipitoisuus (Sant'ana Pereira et al., 1996) ATP:n kulutusaste (Sahlin et al., 1998) Tyyppi I Tyyppi II Tyyppi IIx 364 mmol / kg kuivapainosta 480 mmol / kg kuivapainosta 0.18 mmol / kg 3.54 mmol / kg kuivapainosta / s kuivapainosta / s 7 mm 4.2 mm 66 mmol / kg kuivapainosta 6.5 mmol / kg kuivapainosta / s 72 mmol / kg kuivapainosta 17.6 mmol / kg kuivapainosta / s 90 mmol / kg kuivapainosta 26.6 mmol / kg kuivapainosta / s Poikkijuovaisen lihaksen solutyypit Poikkijuovaisen lihaksen solutyypit SO-tyyppi FG-tyyppi Rotta m. soleus ATPaasi, ph 4.6, 10x40x0.8 (Ahti Pyörnilä) Varpusen m. pectoralis SDH, 0.8x40 (Ahti Pyörnilä) SO-tyypin lihassolut värjäytyneet

4 Poikkijuovaisen lihassolun rakenne Poikkijuovainen histologinen rakenne useita tumia poikkijuovaisuus näkyy jo valomikroskoopissa EM:ssa rakenne selvitettiin tarkemmin 1950-luvulla (Hugh Huxley) supistumismekanismin molekulaarinen perusta tunnetaan nykyisin tarkoin sarkomeeri (kreikk. sarx = lihas, meros = osa) kahden -levyn (disc) välinen osa, supistumisyksikkö n. 2,5 µm pitkä myofibrilli n. 2,5 cm, sis. siis sarkomeeria anisotrooppinen vyöhyke (aktiini + myosiini) (tarkoittaa, että se muuttaa polarisoituneen valon suuntaa) isotrooppinen vyöhyke (vain aktiini) A band keskellä H- vyöhyke (zone, sis. vain myosiinia) ja H:n keskellä M-levy Poikkijuovainen lihassolu Thin filaments Thick filament Nucleus line H zone A band Sarcomere line I band H zone A band Sarcomere Muscle fibre line H zone line A band I band Sarcomere H zone A band Sarcomere Striations line H zone line A band I band H zone A band line

5 Poikkijuovainen lihassolu 1 Poikkijuovainen lihassolu 2 Nuclei Tumia voi olla jopa 100 kpl Nucleus T-tubules Sarcoplasmic reticulum Sarcolemma Mitochondria Thick filament Contractile filaments Myofibril Sarcoplasmic reticulum Membrane Thin filament Mitochondrion Transverse tubule Aktiini-myosiini-kompleksi Actin Tropomyosin Ca 2+ binding site Troponin complex Muscle assembly. Myosin binding sites blocked, muscle cannot contract Myosin binding site Myosin binding site exposed; muscle can contract M Gautel, E Ehler Science 2010;330: Published by AAAS

6 Kuvateksti edelliseen kuvan Supistumismekanismi 1 Muscle assembly. (A) A sarcomere is defined as the region between the two -disks, where actin filaments are inserted. Myosin filaments are anchored at the M-band. (B) Hypothetical model of actin filament capping (above). In the assembled state, interaction between the SH3 domain of phosphorylated nebulin with titin and Cap prevents the addition actin molecules (yellow circles). In actin nucleation (below), phosphorylation of titin and release of nebulin's SH3 domain, when glycogen-synthase kinase (GSK3β)-driven phosphorylation is suppressed, may allow interaction between nebulin and N-WASP and facilitate nucleation and synthesis of new filaments. Abbreviations for N- WASP domains as in Takano et al. satoja yhdensuuntaisia filamentteja, joista toiset ovat ohuita (aktiini) 7 nm ja toiset paksuja (myosiini) 14 nm Huxley oletti, että supistuminen johtuu filamenttien liukumisesta toistensa lomaan myosiinin ulokkeet tarttuvat aktiiniin ja vetävät sen (stroke) myosiinin lomaan troponiini ja tropomyosiini säätelevät aktiini/myosiini filamenttien liikettä Supitusmekanismin 2 Supitusmekanismin 3 Ca 2+ sitoutuu troponiiniin ja avaa aktiinin sitoutumispaikan myosiinille muita lihaksen proteiineja jotka sitovat aktiinimyosiinikompleksin solurakenteisiin: fibronektiini integriini taliini -aktiini titiini nebuliini Ca 2+ vapautuu sarkoplasmaattisesta retikulumista, lihaksen Ca-varastosta SR:ssa on aktiivinen Ca-pumppu, joka ottaa talteen myofibrillin ympäriltä vapaat Ca-ionit käsky Cavapautumiselle tulee solukalvon kanavalta poikittaiset tubulukset yhdistävät kunkin sarkomeerin -levyn kohdalta

7 Myomesin Nebulin Titin Α-actinin, Cap G-Actin Troponin P i ADP Myosin head Tropomyosin blocks binding site on G-actin Thick filament(myosin) Thin filament(actin) line Fig. 1 Measurement of single-myosin stiffness Power stroke Tropomyosin shifts, exposing binding site on G-actin ADP G-actin moves Cytosolic Ca 2+ Published by AAAS M. Kaya et al., Science 329, (2010)

8 Fig. 2 Processive movements generated by synthesized myosin-rod cofilaments Fig. 1 Measurement of single-myosin stiffness. (A) Schematic diagram of the optical trap system for a single-myosin stiffness measurement. (B) Time course of displacement of beads and a quantum dot on an actin filament bound to a single myosin during oscillation of the optical trap. (C) Force-displacement curve of single myosins in no nucleotide (black) and the presence of 1 mm ADP (red). Data points (black and red circles, mean ± SE) were combined from the force-displacement curves of individual myosins (n = 8 for no nucleotide, and n = 7 for ADP) based on the ensemble-averaged data (fig. S5). Green diamonds show the linear force-displacement relationship for myosin-rod cofilaments (n = 10) (fig. S7). The dotted lines are the fitting curves on the original data for displacements above 10 nm, and the solid lines are the fitting curves adjusted by accounting for the compliance of myosin-rod cofilaments and actin filaments (SOM text 1). The gray dotted and solid lines for no nucleotide are the corresponding fitting curves for displacements below 10 nm. As shown by the black arrows in the illustration of myosins on the top, plots with displacements either positive or below 80 nm characterize the stiffness of myosin S1, whereas those with displacements between 0 and 80 nm characterize the stiffness of myosin S2. The right panel shows the force-displacement curve in a zoomed range of strain. M. Kaya et al., Science 329, (2010) Published by AAAS Kuvateksti edelliseen diaan Fig. 3 Stepwise displacements generated by myosin-rod cofilaments Fig. 2 Processive movements generated by synthesized myosin-rod cofilaments. (A) A schematic diagram of the optical trap system with darkfield illumination. (B) Time course of bead displacements during the unbinding of the acto-myosin interactions in the absence of ATP. Arrowheads show individual unbinding points associated with sharp deviations of bead displacement. (C) Estimated numbers of interacting myosin molecules as a function of the half-length of myosin-rod cofilaments. The lengths were estimated from fluorescent images (fig. S8). The linear regression indicates ~5 interacting molecules per half-length of 450 nm (r2 = 0.63), as illustrated by the myosin heads in red on the top. Myosins in pink illustrate existing myosins that cannot interact with an actin. (D and E) Time courses of bead displacements generated by short (415 nm, gray) and long (900 nm, blue) myosin-rod cofilaments, respectively, in an ATP concentration of 20 µm. M. Kaya et al., Science 329, (2010) Published by AAAS

9 Kuvateksti edelliseen diaan Fig. 3 Stepwise displacements generated by myosinrod cofilaments. (A to C) Raw bead displacement data (gray line) generated by short, middle, and long myosin-rod cofilaments at low [(A) and (B)] and high (C) loads. The individual steps (black line) were detected by the step-finding algorithm. (D to I) Histograms of step sizes for long (880 ± 18 nm, n = 3), middle (660 nm, n = 1), and short (410 ± 7 nm, n = 2) myosin-rod cofilaments at different loads. The mean step sizes were determined by the values at the central positions of single Gaussian curves. Fig. 4 (A) Mean step sizes, working stroke sizes, and the amounts of stretch in the elastic portion of single myosins as functions of the loads M. Kaya et al., Science 329, (2010) Published by AAAS Kuvateksti edelliseen diaan Ca 2+ Kalsiumin sitoutuminen aktiiniin Fig. 4 (A) Mean step sizes, working stroke sizes, and the amounts of stretch in the elastic portion of single myosins as functions of the loads. The amount of stretch for no nucleotide condition (triangles) is estimated from the nonlinear fitting curve with forces on the force-displacement curve depicted in Fig. 1C. The working stroke sizes (diamonds) were given as sums of the observed step sizes (circles, mean±se) and the corresponding amounts of stretch in the elastic portion. The horizontal dashed line indicates a mean working stroke size of 7.6 nm, independent of loads. The black linear regression line on the step size represents the trend of the load-dependent step size. (B) Dwell times between steps at no load as a function of the number of interacting heads. The number of interacting myosin heads (N) is estimated from Fig. 2C by assuming the cooperativity between the two heads (SOM text 3). Dwell times for the n = 2.5, 4, and 5 myosins at no load were estimated from the dwell time-force relationships (fig. S10). The dwell time for a single myosin head (n = 1) corresponds to the turnover time in 20 µm ATP, which is calculated as the sum of the measured attachment lifetime ( on = 33 ms) and the estimated detachment lifetime ( off = 25 ms) (SOM text 5). Dwell times (blue circles) fit well with an inverse function of N (blue line). The rate constants (gray circles), given as inverse dwell times, also fit well with a linear function of N (black line) (SOM text 6). calmodulin inakt. kevyen myosiinin kinaasi inakt. myosiini Ca 2+ -calmodulin aktiivinen kevyen myosiinin kinaasi ATP ADP Ca 2+ - kalmoduliini fosforyloitu myosiini sitoutuminen aktiiniin P

10 Kemiallinen viesti kolinergiseltä motoneuronilta laukaisee lihassupistuksen vapauttamalla asetyylikoliinia (Ach) asetyylikoliini motoneuronilta jännitemuutos lihassolukalvolla jännitemuutos poikittaisen tubuluksen läpi Ca 2+ vap. SR:ta myofibrilleille Ca 2+ sitoutuu troponiiniin myosiini muod. poikkisillan aktiinin kanssa, väkänen kiinnittyy aktiiniin Lihassupistuksen sähköinen Dipoli-teoria aktomyosiinin molekyylimoottorin toiminta lihassupistuksessa IP 3 vapautuminen IP 3 diffuusio SR:iin ATP:ta käytetään vetämään myosiinia akt.filamenttia pitkin LIHASSUPISTUS Sileä lihassolu 1 Isometrinen lihastyö Isotoninen lihastyö yksi tuma/solu lihassupistus kestää huomattavasti kauemmin kuin poikkijuovaisessa (max 5 s vs. 0,1 s poikkijuovaisessa) ei lepopituutta lihaksen pituuden vaihteluväli suurempi kuin poikkijuovaisessa (esim. suolen venyminen), voi supistua 20 %:iin alkuperäisestä pituudesta, vrt. poikkijuov. 60 %

11 Sileä lihassolu 2 aktiini-myosiini filamenttien organisoituminen erilaista: aktiini lyhyttä, yhdensuuntaisia pitkittäisiä kimppuja, kiinnittyvät solukalvoon nippuina vinkuliini-proteiinin avulla aktiini voi liittyä myös desmiiniin supistuminen riippuvainen sytoplasman vapaan kalsiumin määrästä Muscle fiber Nucleus Filament bundles of actin and myosin Dense bodies Contraction Small intestine Autonomic neuron varicosity Gap junctions Neurotransmitter Receptor Smooth muscle cell

12 Sydänlihas Eye Varicosity kussakin lihassolussa tuma solu haaroittunut solut liittyneet toisiinsa kytkylevyjen välityksellä (intercalated discs) 100 µm välein sähköinen liitos kuroumaliittymän (gap junction) avulla omia supistumissignaaleja tuottava kemiallinen signaali autonomisesta hermostosta peräisin supistuminen koko lihas verkkomaisesti Neuron Sydänlihaksen hienorakenne Striations Intercalated disk (sectioned) Muscle fiber Intercalated disk Intercalated disk Mitochondria Nucleus Nucleus Cardiac muscle cell Contractile fibers