MENETELMÄN KEHITTÄMINEN TALOUSVESIEN MIKROMUOVIANALYYSIIN

Transkriptio

1 MENETELMÄN KEHITTÄMINEN TALOUSVESIEN MIKROMUOVIANALYYSIIN Hanna Kolari Menetelmän kehittäminen talousvesien mikromuovianalyysiin Pro gradu -tutkielma Ympäristötiede Itä-Suomen yliopisto, Ympäristö- ja biotieteiden laitos Huhtikuu 2019

2 ITÄ-SUOMEN YLIOPISTO, Luonnontieteiden ja metsätieteiden tiedekunta Ympäristötieteen pääaine Hanna Kolari: Menetelmän kehittäminen talousvesien mikromuovianalyysiin Pro gradu -tutkielma 92 sivua Tutkielman ohjaajat: FM Samuel Hartikainen, FT Arto Koistinen ja FT Eila Torvinen Huhtikuu 2019 avainsanat: talousvesi, mikromuovi, muovi, menetelmäkehitys, mikromuovitutkimus TIIVISTELMÄ Mikromuovit ovat alle 5 mm kokoisia partikkeleita, jotka koostuvat orgaanisten aineiden synteettisistä polymeereistä. Ne voidaan jakaa tarkoituksella valmistettuihin primaarisiin mikromuoveihin ja pääasiassa muoviroskan hajotessa muodostuviin sekundaarisiin partikkeleihin. Ominaisuuksiltaan nämä pienet muovipartikkelit ovat erittäin heterogeenisiä. Erityisesti niiden pieni koko, muovimateriaalien yleisyydestä johtuva kontaminaatio ja puute standardisoiduista menetelmistä aiheuttavat suuria haasteita mikromuovitutkimukselle. Juuri standardimenetelmien puuttuminen ja erilaisten tutkittavien näytematriisien suuri määrä on johtanut mikromuovitutkimuksissa käytettyjen menetelmien laajaan kirjoon. Mikromuovitutkimus alkoi 1970-luvulla meriympäristöistä. Tämän jälkeen mikromuoveja on tutkittu ja havaittu hyvin monenlaisissa erilaisissa ympäristöissä ja jopa elintarvikkeissa. Mikromuovipartikkeleita on löydetty esimerkiksi sisävesistä, monista eliöistä, maaperästä, sisäilmasta, kivennäisvesistä ja ruokasuolasta. Talousvesien mikromuovitutkimus on kuitenkin vasta alkuvaiheessa. Vesilaitosten tuottamaa talousvettä on analysoitu vasta muutamassa tutkimuksessa. Mikromuovien mahdollisia terveyshaittoja ei myöskään tunneta. Koska mikromuoveja on löydetty talousveden valmistukseen käytettävästä raakavedestä ja muovimateriaalit ovat hyvin yleisiä, on mikromuovien tutkiminen talousvesistäkin tarpeellista. Tämän tutkielman tavoitteena oli kehittää talousvesien mikromuovianalyysiin soveltuva käytännöllinen menetelmä näytteiden ottoon, käsittelyyn ja partikkeleiden tunnistukseen. Menetelmää testattiin ottamalla näytteitä Kuopion kaupunkialueen talousvedestä sen puhdistusprosessin eri vaiheissa aina raakavedestä valmiiseen talousveteen. Näytteitä otettiin kahdella menetelmällä: suodattamalla vettä suodatusputkella eri kokoluokan partikkeleiden määrittämiseksi ja ottamalla näyte lasipulloihin pienempien partikkeleiden analysoimiseksi. Näytteet vakuumisuodatettiin hopeamembraanisuodattimille ja neljäsosa kustakin suodattimesta tutkittiin kuvantavalla FTIR-spektroskoopilla heijastusmoodissa. Mittausdatan analysointiin käytettiin muovipartikkelit automaattisesti tunnistavaa MP Hunter -ohjelmaa. Valitut menetelmät toimivat talousvesien mikromuovianalyysissä kohtuullisesti. Jatkossa lyhyemmän suodatusputken käyttäminen on suositeltavaa. Myös näytteenkäsittelyä ja partikkeleiden tunnistusta voidaan vielä parantaa muun muassa analysoimalla suodattimet kokonaan ja käyttämällä omaa vertailuspektrikirjastoa. Suurimmat kehityskohteet käytetyssä analyysimetodissa olivat kontaminaation vähentäminen sekä laadukkaiden nolla- ja validointinäytteiden valmistus. Talousvesien mikromuovianalyysiin soveltuvan menetelmän kehittäminen ja talousvesien tutkiminen mikromuovialtistumisen selvittämiseksi on tärkeää, jotta jatkossa voidaan tehdä riskinarviointia mikromuovien mahdollisista terveysvaikutuksista.

3 UNIVERSITY OF EASTERN FINLAND, Faculty of Science and Forestry Environmental Science Hanna Kolari: Developing a method for analysing microplastics in drinking water produced by communal waterworks Master s thesis 92 pages Supervisors: M.Sc. Samuel Hartikainen, Ph.D. Arto Koistinen, and Ph.D. Eila Torvinen April 2019 keywords: drinking water, microplastics, plastic, method development, microplastic research ABSTRACT Microplastics are small particles that contain synthetic organic polymers. They are less than 5 mm in size and can be divided into two types: primary particles manufactured on purpose and secondary microplastics that are primarily formed when plastic debris or materials degrade. Microplastics are a very heterogenous group of particles regarding their shape, size, polymer composition, and other characteristics. Especially the small particle size, difficulties in contamination mitigation due to the ubiquitous nature of plastics in our environment, and the lack of standardised methods cause great challenges for microplastic research. The lack of standard methods and the diversity of sample matrices have led to a large variety of different methods being used. Microplastic research began in the marine environment in the 1970s. Since then microplastics have been found from various sources including freshwaters, soil, many organisms, indoor air, mineral water, and table salt. Few studies, however, have investigated microplastics in drinking water produced by municipal waterworks. The possible health effects of microplastics are also unknown. Studying drinking waters for microplastic contamination is important since microplastics have been found in raw water sources and the use of plastic materials is widespread. The aim of this study was to develop a practical sampling, sample treatment, and particle identification method for the analysis of microplastics in drinking/tap waters. The newly developed method was tested by taking and analysing samples from municipal drinking water in the city of Kuopio, Northern Savonia. Samples were taken from different steps of the water production process, including raw lake water, bank filtered artificial groundwater, chemically treated sand filtered water, and finished drinking water, at the local waterworks. Two sampling methods were used: glass bottles and a filtering system consisting of a tube, hose, filters, and a flowmeter. The samples were filtered on silver membrane filters. 25 % of each filter was subsequently analysed using FTIR imaging measurements in reflection mode and MP Hunter for automatic data analysis. The microplastic analysis method developed in this work was functional but not very practical. Choosing a much shorter filtration tube is advisable. Sample treatment and particle identification can also be improved, for example by analysing the whole filter area and using reference spectra acquired by the same device used for sample analysis. The areas that require the most development based on the findings of this study were contamination mitigation and monitoring and method validation. Developing a method suitable for analysing microplastics from drinking waters and investigating these waters for microplastic contamination is important for later risk assessments.

4 ESIPUHE Tämä opinnäytetyö kuului Pohjois-Savon liiton rahoittamaan Mikromuovien esiintymisen kartoitus talousvesistä ja elintarvikkeista Pohjois-Savossa ja analysointiin soveltuvien menetelmien pilotointi -hankkeeseen. Tutkielman tarkoituksena oli kehittää talousveden mikromuovianalyysiin soveltuva menetelmä ja testata sitä ottamalla näytteitä talousvedestä sen puhdistuksen eri vaiheissa. Työ tehtiin yhteistyössä Kuopion Veden kanssa, joka osallistui työn rahoitukseen, mahdollisti näytteenoton vesilaitokselta ja antoi paljon arvokasta tietoa talousveden valmistuksen vaiheista. Työn kokeelliseen osuuteen kuuluneet laboratoriotyöt ja analyysit suoritettiin välillä 06/ /2018 Itä-Suomen yliopiston SIB-Labs -tutkimusyksikössä Kuopiossa. Näytteenotot tehtiin elokuun ja syyskuun 2018 alussa Hietasalossa ja Itkonniemen vesilaitoksella Kuopion Veden avustuksella sekä Itä-Suomen yliopiston Kuopion kampuksella. Haluan kiittää työni ohjaajia nuorempi tutkija Samuel Hartikaista, tutkimusjohtaja Arto Koistista ja dosentti Eila Torvista heidän antamastaan avusta ja ohjauksesta. Erityiskiitokset myös nuorempi tutkija Emilia Uurasjärvelle hänen antamastaan suuresta avusta ja asiantuntemuksestaan näytteenotossa ja FTIR-spektroskopiassa. Suuret kiitokset myös kaikille muille SIB-labsin työntekijöille neuvoista, avusta ja mukavasta työilmapiiristä. Haluan lisäksi kiittää Pohjois-Savon liittoa heidän antamastaan rahoituksesta ja Kuopion Vettä mahdollisuudesta tutkia heidän tuottamaansa talousvettä, näytteenoton järjestämisestä, rahoituksesta ja asiantuntija-avusta. Erityiskiitokset Kuopion Veden vedentuotannon tuotantopäällikkö Markku Lehtolalle vesilaitoksen esittelystä ja tiedoista sekä käyttöinsinööri Milja Huuskoselle näytteenoton järjestämisestä ja siinä avustamisesta. Kuopiossa Hanna Kolari

5 LYHENTEET ABS ATR DNA EDTA EFSA FPA FTIR FTIRI GC/MS Akryylinitriilibutadieenistyreeni Vaimennettu kokonaisheijastus, FTIR-mittausmenetelmä Deoksiribonukleiinihappo Etyleenidiamiinitetraetikkahappo Euroopan elintarviketurvallisuusvirasto Usean detektorin muodostama kuvantava FTIR-lisälaite Fourier-muunnos-infrapunaspektroskopia kuvantava Fourier-muunnos-infrapunaspektroskopia Kaasukromatografia-massaspektrometria py-gc/ms Pyrolyysi-kaasukromatografia-massaspektrometria HPLC MCT PA PA-66 PE PE-HD PE-LD PEST PET PMMA PP PS PUR PVC RIVM RNA SAN SBC Korkean erotuskyvyn nestekromatografia Elohopea-kadmium-telluridi -detektori Polyamidi Polyamidi-66, nylon-66 Polyeteeni Korkeatiheyksinen polyeteeni Matalatiheyksinen polyeteeni Polyesterin ja polyetyleenitereftalaattin yhteisnimitys Polyetyleenitereftalaatti Polymetyylimetakrylaatti Polypropeeni Polystyreeni Polyuretaani Polyvinyylikloridi Alankomaiden kansallinen kansanterveyden ja ympäristön instituutti Ribonukleiinihappo Styreeni-akryylinitriili Styreenin ja butadieenin kopolymeeri

6 SEM SEM/EDS STMa UV VVY Pyyhkäisyelektronimikroskopia Pyyhkäisyelektronimikroskopia yhdistettynä energiadispersiiviseen röntgenanalysaattoriin Sosiaali- ja terveysministeriön asetus Ultravioletti Vesilaitosyhdistys

7 SISÄLLYSLUETTELO 1. JOHDANTO KIRJALLISUUSKATSAUS MIKROMUOVITUTKIMUKSISSA KÄYTETYT MENETELMÄT Näytteenotto- ja näytteenkäsittelymenetelmät Partikkeleiden tunnistusmenetelmät Yksinkertaiset visuaaliset ja fysikaaliset menetelmät Fourier-muunnos-infrapunaspektroskopia Raman-spektroskopia Elektronimikroskopia Kromatografiset menetelmät SUURIMMAT ANALYYTTISET HAASTEET Mikromuovien heterogeenisuus ja ympäristönäytteiden monipuolisuus Kontaminaatio Riittävän standardisoinnin ja laadunvalvonnan puute TALOUSVEDEN PUHDISTUS JUOMA- JA TALOUSVESIEN MIKROMUOVITUTKIMUS Pullotettujen kivennäisvesien ja oluiden mikromuovit Vesilaitosten tuottaman talousveden mikromuovit TYÖN TAVOITTEET AINEISTO JA MENETELMÄT LYHYT KUVAUS VESILAITOKSESTA NÄYTTEET Näytteenottovälineet Näytteenottopisteet Näytteenotto NÄYTTEENKÄSITTELY Suodatusputkinäytteet Pullonäytteet Nollanäytteiden valmistus ja menetelmien validointi PARTIKKELEIDEN TUNNISTUS.53

8 5. TULOKSET NÄYTTEENOTTOMENETELMIEN TOIMIVUUS NÄYTTEENKÄSITTELYMENETELMIEN TOIMIVUUS Suodatusputkinäytteet Pullonäytteet ANALYYSIMENETELMÄN TOIMIVUUS NOLLANÄYTTEET JA MIKROMUOVIKONTAMINAATIO TALOUSVEDEN MIKROMUOVIPITOISUUDET JA POLYMEERITYYPIT Suodatusputkinäytteiden mikromuovipitoisuudet Pullonäytteiden mikromuovipitoisuudet Partikkeleiden polymeerityypit TULOSTEN TARKASTELU MENETELMIEN TOIMIVUUS Näytteenotto ja -käsittely Menetelmien validointi ja kontaminaatio Kuvantava FTIR-analyysi TALOUSVEDEN MIKROMUOVIPITOISUUDET MIKROMUOVEILLE ALTISTUMINEN JOHTOPÄÄTÖKSET.. 86 LÄHDELUETTELO 87

9 9 1. JOHDANTO Muovimateriaalit ovat elinympäristössämme erittäin yleisiä ja niitä käytetäänkin aina elintarvikepakkauksista synteettisiin tekstiileihin ja rakennusmateriaaleihin. Vuonna 2017 globaali muovintuotanto oli jo lähes 350 miljoonaa tonnia (PlasticsEurope 2018). Muovimateriaalien kestävyys ja muut hyvät ominaisuudet selittävät osaltaan muovien suuria tuotantomääriä (Andrady 2017). Muovipolymeerit koostuvat toistuvista yksiköistä, monomeereistä, jotka muodostavat pitkiä ketjuja (Lithner ym. 2011). Monomeerien lukumäärä, tyyppi ja järjestäytyminen vaikuttavat muovimateriaalin ominaisuuksiin (RIVM 2015). Kiinteässä muovissa nämä rakenneyksiköt toistuvat satojatuhansia kertoja, joten monien yleisten muovien molekyylimassat ovat suuria. Pitkät molekyyliketjut myös muodostavat toisiinsa kietoutuessaan vahvan rakenteen. (Andrady 2017). Muun muassa suuren moolimassansa ja poolittomuutensa vuoksi muovit eivät liukene veteen (RIVM 2015). Vaikka muovit ovat erittäin kestäviä, hajoavat ne silti ympäristössä hitaasti pienemmiksi palasiksi muun muassa auringon UV-säteilyn ja muiden mekaanisten, kemiallisten ja osin biologistenkin tekijöiden vaikutuksesta muodostaen mikro- ja nanomuoveja (Yu ym. 2018). Mikromuovit ovat halkaisijaltaan alle 5 mm kokoisia kiinteitä muovipartikkeleita, jotka koostuvat yleensä raakaöljypohjaisista synteettisistä orgaanisista polymeereistä. Mikromuovit eivät liukene hyvin veteen tai hajoa helposti biologisesti, kemiallisesti tai fysikaalisesti. (RIVM 2014, RIVM 2015). Mikromuovipartikkeleiden koon alarajaksi on esitetty sataa nanometriä, jota pienempiä partikkeleita sanotaan nanomuoveiksi (Mai ym. 2018). Mikromuovit voidaan jakaa primaarisiin ja sekundaarisiin partikkeleihin. Primaarisilla mikromuoveilla tarkoitetaan pieniä muovipartikkeleita, jotka ovat tarkoituksellisesti valmistettuja. Tällaisia ovat esimerkiksi kosmetiikassa käytetyt muutaman kymmenen tai sadan mikrometrin kokoiset mikrorakeet ja teollisuudessa hyödynnetyt muovipelletit. Sekundaarisia mikromuoveja eli fragmentteja puolestaan syntyy pääasiassa muovituotteiden ja -roskan kuluessa ja rapautuessa niin abioottisten kuin bioottisten tekijöiden vaikutuksesta. (Andrady 2017, Mintenig ym. 2017, Mai ym. 2018). Yksi merkittävä sekundaarisen mikromuovin lähde on muoviroskan ohella synteettisistä kuiduista valmistettujen vaatteiden ja muiden tekstiilien pesu (Prata 2018, Carney Almroth ym. 2018). Mikromuovit voivat erota toisistaan koon, muodon, polymeerityypin, värin ja muiden ominaisuuksien osalta. Muovipartikkeleissa voi lisäksi olla erilaisia kemikaaleja. Muovipolymeereihin lisätään jo valmistusvaiheessa monia lisäainekemikaaleja, kuten UV-suoja-, pehmitin- ja

10 10 palonestoaineita, joilla pyritään parantamaan muovimateriaalin ominaisuuksia (Thompson ym. 2009, Andrady 2017, Yu ym. 2018). Mikromuoveihin voi lisäksi kerääntyä erilaisia saasteita, kuten pysyviä orgaanisia yhdisteitä ja raskasmetalleja. Erityisesti vedessä kemikaalien kiinnittyminen muoveihin on tehokasta, koska hydrofobiset saasteet hakeutuvat mieluusti hydrofobiseen muoviin. (Mato ym. 2001, Hirai ym. 2011). Mikromuovipartikkelin pintarakenne ja pintaala vaikuttavat sekä kemikaalien sorptioon että partikkeleiden biolikaantumisen nopeuteen (Chubarenko ym. 2016). Muovipartikkelien pilkkoutuessa pienemmiksi palasiksi niiden pintaala kasvaa suhteessa tilavuuteen. Tämä johtaa siihen, että ympäristön kemikaaleille ja muille saasteille on enemmän pintaa kiinnittyä. (Wilkinson ym. 2017). Partikkelikemian ohella mikromuovit voivat erota toisistaan muillakin tavoilla. Esimerkiksi niiden tiheys voi vaihdella paljon. Tiheyteen vaikuttavat muun muassa polymeerityyppi, muovin valmistusprosessi ja lisäaineet. Partikkelin muoto, koko ja tiheys puolestaan vaikuttavat sen kulkeutumiseen ympäristössä. (Chubarenko ym. 2016). Mikromuoveissa on myös usein hapettunut pintakerros ja vähän muuttunut sisäosa. Hapettuessaan muoveista monet muuttuvat kellertäviksi muun muassa polymeerin hajoamistuotteiden takia. Rapautuneiden muovien pinnoilla voi olla lukuisia erilaisia hapetustuotteita, kuten esimerkiksi alkoholiryhmiä, ketoneja ja karboksyylihappoja. Pitkään ympäristössä olleet muovit voivat siksi erota uusista partikkeleista merkittävästi. (Andrady 2017). Mikromuovit ovat siis ominaisuuksiltaan hyvin monimuotoisia. Mikromuoveja on tutkittu paljon meriympäristöstä ja niitä onkin havaittu niin pintavesissä, syvemmissä vesissä, pohjasedimenteissä ja rannoilla kuin merieliöissä. Myös järvistä ja joista on löydetty mikromuovia, vaikkakin sisävedet ovat tulleet tutkimuskohteeksi vasta viime aikoina. (Eriksen ym. 2013, Andrady 2017, Yu ym. 2018). Vesistöihin mikromuovia päätyy muun muassa rantojen muoviroskan hajotessa, kaupunkialueiden hule- ja jätevesien mukana sekä teollisuudesta (Mintenig ym. 2017). Vesistöjen ohella mikromuoveja on analysoitu vaihtelevin menetelmin muun muassa maaperästä, ilmasta ja pullovesistä. Eliöstövaikutusten lisäksi mikromuovien mahdolliset vaikutukset ihmisen terveyteen ovat alkaneet saada huomiota enenevissä määrin. Viimeisimpänä esille on noussut kysymys siitä altistuvatko ihmiset näille pienille muovipartikkeleille elintarvikkeiden ja talousveden kautta. (Oßmann ym. 2018, Rist ym. 2018, Schymanski ym. 2018). Tietoa mikromuoveille altistumisesta ja erityisesti näiden pienten muovipartikkeleiden terveysvaikutuksista ei kuitenkaan vielä juuri ole, vaikka mikromuoveja on havaittu joissakin elintarvikkeissa, kuten ruokasuolassa (Yang ym. 2015, Karami ym. 2017) ja kivennäisvesissä (Oßmann ym. 2018, Schymanski ym. 2018) sekä ravinnoksi kelpaavissa eliöissä, esimerkiksi kaloissa (Rummel ym. 2016, Budimir ym. 2018) ja simpukoissa (Catarino

11 11 ym. 2018, Railo ym. 2018). Joissakin tutkimuksista mikromuoveja on myös löydetty sisä- ja ulkoilmasta sekä huonepölystä, joten mahdollisuus altistumiselle hengitysilman kautta sekä ruokien ja juomien kontaminoitumiselle aterioinnin yhteydessä on olemassa (Dris ym. 2017, Catarino ym. 2018). Riittävästi tietoa riskinarvioinnin tekemistä varten ei kuitenkaan ole. Ongelmia aiheuttavat myös laaja tutkimuksissa käytetty menetelmien kirjo, standardimenetelmien puute, kontaminaatio ja muut mikromuovitutkimuksessa hyvin yleiset analyyttiset ongelmat, jotka lisäävät tulosten epävarmuutta. (Silva ym. 2018, Yu ym. 2018). Tämän tutkielman tavoitteena oli kehittää talousvesien mikromuovitutkimukseen soveltuva menetelmä mikromuovinäytteiden ottoon, käsittelyyn ja partikkeleiden tunnistukseen. Menetelmää testattiin ottamalla näytteitä Kuopion kaupunkialueen talousvedestä sen valmistuksen eri vaiheissa aina käsittelemättömästä järvivedestä kuluttajan valmiiseen talousveteen asti.

12 12 2. KIRJALLISUUSKATSAUS 2.1. MIKROMUOVITUTKIMUKSISSA KÄYTETYT MENETELMÄT Näytteenotto- ja näytteenkäsittelymenetelmät Mikromuoveja on siis tutkittu paljon vesiympäristöistä, erityisesti meristä, mutta lisääntyvissä määrin myös sisävesistä (Yu ym. 2018). Mikromuovitutkimus meriympäristöistä alkoi jo luvulla, minkä jälkeen tutkimuskohteet ovat monipuolistuneet ja tutkimusten lukumäärä on kasvanut merkittävästi. Mikromuoveja onkin analysoitu vesistä, sedimenteistä, maaperästä, eliöistä, ilmasta ja lukuisista muista näytematriiseista. Samalla myös analyysimenetelmät ovat kehittyneet. (Oßmann ym. 2018, Schymanski ym. 2018). Mikromuovitutkimuksessa on käytetty lukuisia näytteenottomenetelmiä. Menetelmän valintaan vaikuttavat muun muassa näytematriisi, eli onko kyseessä vesi-, ilma-, eliö-, sedimentti-, elintarvike- vai jokin muu näyte, ja valittu partikkelikokoluokka, jota halutaan tarkastella. (Yu ym. 2018). Tällä hetkellä standardoituja menetelmiä näytteenottoon ei tiettävästi ole. Koska muovipartikkeleita voidaan tutkia hyvin monenlaisista ympäristöistä, on useille erilaisille näytteenottovälineille ja -menetelmille tarvetta. (Silva ym. 2018). Suodattimien, verkkojen ja näytteenkeräinten reikä- ja huokoskoot määrittävät pitkälti miten pieniä partikkeleita kulloinkin käytetyllä menetelmällä voidaan kerätä (Andrady 2017). Näytteenottovaiheessa erityisesti näytteenoton edustavuuden optimointi ja ympäristöstä mahdollisesti tulevan partikkelikontaminaation välttäminen ovat tärkeitä huomioitavia asioita (Silva ym. 2018). Meri- ja järvivesinäytteiden ottoon on käytetty esimerkiksi pinta- tai pohjatroolausta, planktonhaaveja ja säiliömäisiä noutimia (Yu ym. 2018). Yksi yleisistä välineistä pintavesinäytteen ottoon on noin 300 µm silmäkoon mantahaavi, jollaista käyttivät esimerkiksi Eriksen ym. (2013), Fischer ym. (2016) ja Hendrickson ym. (2018). Niin järvi- kuin jätevesistä näyte voidaan myös ottaa näytteenottoputkella (Tagg ym. 2015, Talvitie ym. 2015) tai pumppaamalla näyte keräysastiaan putkea tai letkua pitkin (Mintenig ym. 2017). Talousvesinäyte voidaan ottaa pulloihin suoraan hanasta (Kosuth ym. 2018, Pivokonsky ym. 2018) tai suodattamalla (Sillanpää ym. 2018, Mintenig ym. 2019) ja elintarvikenäytteet voidaan hankkia myyntipaikoistaan (Wiesheu ym. 2016, Kosuth ym. 2018, Schymanski ym. 2018). Sedimenttinäytteiden keräämiseen on puolestaan käytetty erilaisia sedimenttinoutimia, metallikauhoja ja lusikoita (Corcoran ym. 2015, Wang ym. 2017, Yu ym. 2018). Primpken tutkimusryhmä (2017) käytti sedimenttinäytteensä ottoon van Veen -noudinta. Ilman mikromuovinäytteen otossa voidaan hyödyntää esimerkiksi avattuja lasipulloja (Cai ym. 2017), avatuille petrimaljoille asetettuja kostutettuja

13 13 suodatinpapereita (Wesch ym. 2017) ja lasipulloon asetettua terässuppiloa (Dris ym. 2016) tai kerätä näyte aktiivisesti pumpun avulla (Dris ym. 2017). Eliönäytteitä voidaan lajista riippuen hankkia keräämällä, kalastamalla tai muuten pyydystämällä. Esimerkiksi kalanäytteitä on mikromuovitutkimuksiin saatu muun muassa onkimalla, sähkökalastamalla ja käyttämällä erilaisia verkkoja ja nuottia. (Phillips ja Bonner 2015, Peters ja Bratton 2016). Mikromuovinäytteiden käsittelyyn on myös käytetty lukuisia erilaisia menetelmiä, osittain senkin vuoksi, että standardoituja käsittelymenetelmiä ei vielä ole olemassa. Käsittelymenetelmän valintaan ja monimutkaisuuteen vaikuttavat erityisesti näytetyyppi ja valittu analyysitekniikka. (Yu ym. 2018). Näytteenoton jälkeen mikromuovit yleensä erotetaan muusta näytemateriaalista, mahdollisesti kokofraktioidaan ja tarvittaessa myös puhdistetaan. Mikromuovien toimiva eristäminen ympäristönäytteestä on hyvin tärkeää. Erottelu näytematriisista voidaan tehdä esimerkiksi tiheyserottelun eli raskasneste-erottelun avulla. Tässä menetelmässä kevyet mikromuovit saadaan kellumaan näytteen pinnalle käyttämällä suurempitiheyksistä nestettä. (Yu ym. 2018). Laskeutuksen aikana astian pohjalle laskeutuneet raskaat aineet, kuten mineraaliaines ja muut epäorgaaniset epäpuhtaudet, voidaan poistaa, minkä jälkeen mikromuovit sisältävä supernatantti pystytään suodattamaan (Hendrickson ym. 2018). Esimerkiksi Mintenig ym. (2017) käyttivät erotteluun sinkkikloridiliuosta. Muita mahdollisia erottelunesteitä ovat muun muassa natriumkloridi- ja natriumjodidiliuokset (Hendrickson ym. 2018, Yu ym. 2018). Fischer ym. (2016) käyttivät sedimentti- ja vesinäytteidensä mikromuovien eristämisen natriumkloridiliuosta. Karamin tutkimusryhmä (2017) puolestaan valitsi natriumjodidiliuoksen ja kolmivaiheisen sonikointi, ravistelu ja sentrifugointi -käsittelyn ruokasuolanäytteilleen. Eristämisen tulokseen vaikuttavat Yun ym. (2018) mukaan erityisesti muovipartikkeleiden koko ja liuoksen tiheys. Mikromuovipartikkelit voidaan halutessa kokofraktioida niin näytteenoton kuin näytteenkäsittelyn yhteydessä. Siivilöintiä voidaan käyttää näytteenkäsittelyssä halutun partikkelikokoluokan erottamiseen muusta ylimääräisestä massasta, kuten Primpke ym. (2017) tekivät käsitellessään sedimenttinäytettä. Myös eräässä saksalaisessa mikromuovitutkimuksessa (Mintenig ym. 2017) kokofraktiointi tehtiin näytteenkäsittelyvaiheessa suodattamalla jätevesinäyte PA-verkon avulla. Hendricksonin tutkimuryhmä (2018) puolestaan päätti kokofraktioida järvivesinäytteensä heti näytteenoton jälkeen siivilöimällä ne metallisiivilöillä. Mason ym. (2016) kokofraktioivat järvivesinäytteensä käyttämällä teräsverkkoisia siivilöitä. Myös Eriksen ym. (2013) ja Fischer ym. (2016) käyttivät kokofraktiointiin ja näytteeseen kuulumattomien suurempien

14 14 partikkeleiden poistamiseen erikokoisia siivilöitä. Talvitie ym. (2015 ja 2017) puolestaan käyttivät in situ -fraktioivaa suodatusputkea jäte- ja järvivesinäytteenotossa. Monissa mikromuovinäytteissä, erityisesti järvi- ja jätevesissä ja sedimenteissä, voi olla runsaasti orgaanista ainesta. Näytteen orgaaninen aines voi aiheuttaa spektroskooppista analyysiä häiritsevää fluoresenssia, joten se on yleensä poistettava esikäsittelyllä ennen mittauksia (Elert ym. 2017). Mikromuovit voivat myös peittyä tai jäädä kiinni orgaaniseen materiaaliin, mikä voi haitata niiden havaitsemista (Mason ym. 2016). Yleinen käsittely orgaanisen aineksen poistoon mikromuovinäytteistä on vetyperoksidikäsittely, jossa vetyperoksidin avulla hapetetaan ja liuotetaan orgaaninen aines. Tätä esikäsittelyä käyttivät esimerkiksi Hendrickson ym. (2018) ja Mason ym. (2016) järvivesinäytteille ja Tagg ym. (2015) jätevesille. Orgaanisen aineksen poistoon voidaan käyttää myös entsyymejä. Monivaiheista entsymaattista käsittelyä käyttivät esimerkiksi Mintenig ym. (2017) tutkiessaan 12 saksalaisen jätevedenpuhdistamon vesien mikromuoveja. Myös Löder tutkimusryhmineen (2015) hyödynsivät entsyymejä planktonnäytteensä puhdistuksessa. Eriksen ym. (2013) puolestaan valitsivat biofilmikasvuston poistoon 24 tunnin suolahappokäsittelyn. Myös Fischer ym. (2016) käyttivät pintavesija sedimenttinäytteidensä käsittelyyn suolahappoliuotusta ja lämpöuuttoa. Biologisille mikromuovinäytteille on lisäksi olemassa omat käsittelyprosessinsa (Yu ym. 2018). Näytteenkäsittelyn lopuksi näytteet usein konsentroidaan valitulle analyysimetodille sopiville suodattimille vakuumisuodatusta käyttäen (Fischer ym. 2016). Monille näytteille monimutkaista näytteenkäsittelyä ei vaadita, vaan ne voidaan suodattaa suoraan sopiville suodattimille. Tällaisia näytteitä ovat esimerkiksi pullotetut juoma- ja kivennäisvedet. (Wiesheu ym. 2016, Kosuth ym. 2018, Schymanski ym. 2018). Wiesheun (2016) ja Kosuthin (2018) tutkimusryhmät käyttivät selluloosapohjaisia suodattimia, kun taas Schymanski ym. (2018) valitsivat kultapinnoitetut polykarbonaattisuodattimet. Muita mikromuovitutkimuksessa käytettyjä suodattimia ovat esimerkiksi kvartsikuitusuodattimet (Dris ym. 2016), mikrolasikuitusuodattimet (Cai ym. 2017) ja pinnoittamattomat polykarbonaattisuodattimet (Tagg ym. 2015). Pivokonsky ym. (2018) puolestaan käyttivät raaka- ja talousvesinäytteilleen polytetrafluorieteenisuodattimia ja Mintenig ym. (2019) alumiinioksidisuodattimia.

15 Partikkeleiden tunnistusmenetelmät Yksinkertaiset visuaaliset ja fysikaaliset menetelmät Mikromuovien tunnistamiseen ja kvantitointiin on käytetty lukuisia eri menetelmiä. Niitä ovat esimerkiksi optisen mikroskopian metodit, pyyhkäisyelektronimikroskopia (SEM), Fouriermuunnos infrapunaspektroskopia (FTIR) ja Raman-spektroskopia. Näiden lisäksi voidaan käyttää myös kromatografisia menetelmiä, muun muassa kokoekskluusio-nestekromatografiaa (SEC), pyrolyysi-kaasukromatografia-massaspektrometriaa (py-gc/ms), termisen ekstraktion ja desorption-kaasukromatografia-massaspektrometriaa (TED-GC/MS) ja korkean erotuskyvyn nestekromatografiaa (HPLC). (Elert ym. 2017, Silva ym. 2018, Yu ym. 2018). Laajasti validoitua ja standardoitua menetelmää mikromuovien tunnistamiseen ei kuitenkaan vielä ole (Silva ym. 2018). Elert ym. (2017) muistuttavat, että ennen metodin valintaa on tärkeää tietää, millaista tietoa mikromuoveista halutaan eli onko tarkoituksena tutkia esimerkiksi partikkelien polymeerikoostumusta, lisäainesisältöä, adsorboituneita saasteita, morfologiaa, kokojakaumaa, rapautumisastetta vai jotain muuta. Visuaalinen mikromuovipartikkeleiden tunnistus oli pitkään yleinen mikromuovien tunnistuksessa. Se on ollut monessa tutkimuksessa ainoa partikkeleiden tunnistusmenetelmä. Visuaalisen tunnistamisen havaittiin kuitenkin olevan hyvin epätarkka, riittämätön ja virhealtis metodi. Käytettäessä pelkkää paljaalla silmällä tai valomikroskoopin avulla tehtävää visuaalista tunnistusta mikromuoveiksi voidaan nimetä partikkeleita, jotka eivät ole muovisia ja toisaalta jotkut mikromuovipartikkelit voidaan myös virheellisesti luokitella muuksi materiaaliksi. (Hidalgo- Ruz ym. 2012, Käppler ym. 2016, Silva ym. 2018). Esimerkiksi Eriksen tutkimusryhmineen (2013) tutkiessaan Suurten Järvien pintavesien mikromuovipitoisuuksia havaitsi, että lähes viidennes visuaalisesti mikroskoopin avulla mikromuoveiksi tunnistetuista alle 1 mm partikkeleista osoittautui tarkemman SEM/EDS-analyysin jälkeen alumiinisilikaatiksi. Hidalgo-Ruzin ym. (2012) mukaan pahimmillaan jopa 70 % visuaalisesti mikromuoveiksi tunnistetuista partikkeleista voi paljastua tarkempien analyysimetodien avulla joksikin muuksi materiaaliksi. Vaikka visuaalinen tunnistus ja partikkelien valikointi on yleisesti käytetty metodi, saattaa se siis tuottaa hyvinkin epätarkkoja tuloksia mikromuovien lukumääristä. Ympäristönäytteissä voi olla erittäin monenlaista epäorgaanisia ja orgaanisia partikkeleita, kuten savea tai levää, jotka voivat ulkoisesti muistuttaa mikromuoveja. (Li ym. 2018). Erityisesti subjektiivisuus ja partikkelin ympäristön vaikutus havainnointiin aiheuttavat haasteita visuaaliselle tunnistukselle (Yu ym. 2018). Esimerkiksi työntekijän huolimattomuus ja

16 16 mikroskopointilaitteiston huono laatu voivat vaikuttaa tuloksiin. Mikromuovien pieni koko ja ympäristönäytteen monimutkaisuus aiheuttavat myöskin ongelmia. (Li ym. 2018). Vaikka visuaalisesta tunnistuksesta ollaankin siirrytty käyttämään huomattavasti tarkempia kemiallisen analytiikan menetelmiä (Käppler ym. 2016), joudutaan partikkelit kuitenkin usein ensin erottelemaan näytteen muusta materiaalista visuaalisesti esimerkiksi valomikroskopiaa hyödyntäen, jolloin tulokset voivat vääristyä. Erityisesti vaaleat, läpinäkyvät ja pienikokoiset partikkelit saattavat jäädä huomaamatta. (Primpke ym. 2017). Mikromuovien visuaalisessa tunnistamisessa muun partikkelimassan joukosta voidaan käyttää esimerkiksi partikkelin pinnanmuotoja, väriä tai muotoa. Etuja menetelmässä ovat sen edullisuus, nopeus ja yksinkertaisuus. (Li ym. 2018, Silva ym. 2018). Visuaalisen tunnistuksen helpottamiseksi voidaan käyttää väriaineita. Yksi esimerkki on mikromuovien fluoresenssileimaus niilinpunaisella väriaineella. (Li ym. 2018, Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). Kyseinen väriaine on lipofiilinen, joten se kiinnittyy muovimateriaalien pinnoille. Se on fluoresoiva vain hydrofobisissa olosuhteissa. (Li ym. 2018). Kun muovipartikkeleista tulee väriaineen lisäyksen takia fluoresoivia, voidaan ne havaita ja laskea sinistä valoa hyödyntävän kuva-analyysin avulla (Silva ym. 2018). Partikkelien manuaalinen laskeminen on kuitenkin hyvin hidasta (Mai ym. 2018). Tämän lisäksi niilinpunainen voi myös värjätä orgaanisia luonnonaineita, kuten rasvoja ja vahoja, joten sen käyttö edellyttää tehokasta näytteen esikäsittelyä (Li ym. 2018). Silvan ym. (2018) mukaan värjäysmenetelmä soveltuu yli 0,1 mm kokoisille partikkeleille. Eräässä saksalaisessa oluiden mikromuovitutkimuksessa (Liebezeit ja Liebezeit 2014) puolestaan käytettiin Rose Bengal -nimistä väriainetta näytesuodatinten värjäykseen, jolloin orgaaninen luonnonmateriaali värjäytyi ja värjäytymättömät partikkelit luokiteltiin mikromuoveiksi. Nämä partikkelit voitiin sitten havaita mikroskoopin avulla. Rose Bengal on biologinen väriaine, joka kiinnittyy luonnonmateriaaleihin (Kosuth ym. 2018). Tutkijat Liebezeit ja Liebezeit (2014) totesivat kuitenkin, että mikromuovien ohella on olemassa muitakin synteettisiä tai luonnollisia partikkeleita, jotka eivät myöskään värjäydy kyseisellä väriaineella, jolloin niiden virheellinen luokittelu mikromuoveiksi on mahdollista. Myös Kosuth ym. (2018) käyttivät samaa väriainetta tutkiessaan antropogeenisia partikkeleita hanavesistä, oluista ja merisuolasta. Kosuthin tutkimusryhmä havaitsi, että kirkkaita ja vaaleanpunaisia kuituja oli vaikea havaita värjätyiltä suodattimilta, minkä vuoksi niiden määrät saatettiin aliarvioida.

17 17 Visuaalisten menetelmien lisänä muovipartikkeleiden tunnistuksessa on käytetty myös muita tekniikoita. Niitä ovat esimerkiksi hajoamis- ja sulamistestit. Hajoamistestissä työvälineen kosketuksen kestävät partikkelit luokitellaan muoviksi. Tällainen yksinkertainen tunnistus voi kuitenkin johtaa virheisiin, eikä se sovellu todella pienille partikkeleille. (Silva ym. 2018). Siksi hajoamistestille kehitettiin jatkoksi vielä toinen menetelmä, sulamistesti, jossa kuuma neula viedään partikkelin lähelle ja mikäli partikkeli sulaa, luokitellaan se muoviksi. Sulamistestin avulla mikromuoveiksi virheellisesti hajoamistestin perusteella määritetyt puuvillakuidut voidaan erottaa muovipartikkeleista. (Hendrickson ym. 2018). Sulamistesti voi olla käyttökelpoinen menetelmä, jos tarkempia tekniikoita ei ole käytettävissä. Sulamistestin haittapuolena heikohkon tunnistusvarmuuden ohella on, ettei sen avulla myöskään pystytä tunnistamaan partikkelin polymeerityyppiä. (Silva ym. 2018) Fourier-muunnos-infrapunaspektroskopia FTIR-tekniikat ovat yksi yleisimmin partikkeleiden kemiallisen koostumuksen selvittämiseen käytetyistä tekniikoista mikromuovitutkimuksessa (Hidalgo-Ruz ym. 2012, Elert ym. 2017, Silva ym. 2018). FTIR-menetelmiä on käytetty mikromuovien tunnistamiseen hyvin monenlaisista näytteistä, kuten sedimenteistä (Harrison ym. 2012, Käppler ym. 2016, Primpke ym. 2017), jätevedestä (Tagg ym. 2015, Murphy ym. 2016, Mintenig ym. 2017), laskeumasta (Dris ym. 2016, Cai ym. 2017) ja biologisista näytteistä (Rummel ym. 2016, Welden ym. 2018). Myös vesinäytteiden mikromuovianalyysissä nykyään eniten käytetyt tunnistusmenetelmät ovat juurikin värähtelyspektroskooppiset FTIR ja Raman, joita on jo pitkään hyödynnetty muun muassa erilaisten synteettisten orgaanisten materiaalien tutkimuksessa (Käppler ym. 2016). FTIR:ää on hyödynnetty myös talousvesien mikromuovianalyysissä (Mintenig ym. 2019). Värähtelyspektroskooppisissa metodeissa näytteen molekyylivärähtelyt saadaan virittyneeseen tilaan, jolloin ne voidaan havaita materiaalille tyypillisenä spektrinä. FTIR:ssä virittämiseen käytetään näytteeseen kohdistettavaa infrapunavaloa, josta osa absorboituu näytteeseen riippuen sen molekyylirakenteesta (Käppler ym. 2016). FTIR-tekniikoissa mitataankin näytemateriaalissa olevien polaaristen tai hetkellisesti polaaristen molekyylisidosten värähtelyitä, jotka siis voidaan havaita niiden infrapunasäteeseen aiheuttamien muutosten avulla (Hendrickson ym. 2018). Koska infrapuna-absorptio riippuu kemiallisen sidoksen dipolimomentissa tapahtuvasta muutoksesta, ovat polaariset toiminnalliset ryhmät hyvin havaittavissa FTIR:llä (Käppler ym. 2016, Elert ym. 2017, Silva ym. 2018). FTIR-spektroskopian avulla voidaan toteuttaa

18 18 näytepartikkeleiden polymeerityyppien nopea ja suora tunnistus vertaamalla niistä saatuja spektrejä tunnettujen muovienpolymeerien spektreihin (Hidalgo-Ruz ym. 2012, Käppler ym. 2016, Silva ym. 2018). FTIR-tekniikoilla voidaan tyypillisesti tutkia ja tunnistaa partikkeleita, jotka ovat kooltaan vähintään µm (Silva ym. 2018). Erilaiset näytteessä olevat orgaaniset ja epäorgaaniset epäpuhtaudet voivat haitata FTIR-analyysiä, joten riittävä näytteenkäsittely on tärkeää (Käppler ym. 2016). Näytepartikkelit voidaan konsentroida sopiville suodattimille, joilta mikromuoveiksi epäillyt partikkelit voidaan etsiä visuaalisesti mikroskoopin avulla ennen kemiallisen analyysin suorittamista. Tällainen partikkeleiden esivalikointi aiheuttaa kuitenkin haasteita, koska se on aikaa vievää, työlästä ja voi johtaa partikkelimäärien aliarviointiin subjektiivisuutensa takia. (Harrison ym. 2012, Käppler ym. 2016, Primpke ym. 2017, Mai ym. 2018). Käpplerin tutkimusryhmän (2016) mukaan mikromuovien FTIR-analyysi suoraan suodattimelta on luotettavampi vaihtoehto, vaikka sekin voi olla aikaa vievää, varsinkin jos tutkitaan koko suodatin. He muistuttavat myös, että mikäli vain osa suodattimesta analysoidaan, voi tulosten paikkansa pitävyys puolestaan kärsiä. Erilaisia FTIR-menetelmiä on lukuisia. Näitä ovat muun muassa µftir, ATR-FTIR ja FPA- FTIR (Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). ATR- ja FPA-FTIR esitellään seuraavissa kappaleissa. Kun FTIR-spektroskooppiin yhdistetään mikroskooppi, puhutaan FTIR-mikrospektroskopiasta tai µftir:stä (Löder ym. 2015, Tagg ym. 2015, Mintenig ym. 2017). Tällä tekniikalla voidaan tutkia hyvin pieniä partikkeleita 20 µm:n kokoluokkaan asti, koska siinä yhdistyvät FTIR-laitteen kemiallisen partikkelitunnistuksen laadukkuus ja mikroskoopin hyvä optinen resoluutio. FTIR-mikrospektroskopiaa onkin käytetty hyvin pienten mikromuovien tutkimiseen. (Mintenig ym. 2017). Hyvän spatiaalisen resoluution ohella etuja tekniikassa ovat esimerkiksi vähäinen näytteenkäsittelyn tarve ja mahdollisuus tutkia partikkeleita suoraan suodattimilta (Tagg ym. 2015). FTIR-mittauksia voidaan tehdä kahdella perusmoodilla: transmissiolla tai heijastuksella. Transmissiomittauksessa infrapunavalo kulkee näytemateriaalin läpi. (Käppler ym. 2016). Transmissiomoodissa voidaan tutkia mikromuovinäytteen kemiallista koostumusta (Elert ym. 2017). Taggin ym. (2015) mukaan tällä mittaustekniikalla voidaan saada mikromuoveistakin laadultaan hyviä spektrejä. Kyseinen mittaustapa asettaa kuitenkin vaatimuksia analysoitavan näytteen ominaisuuksille (Elert ym. 2017). Ensinnäkin näytteen liian suuri paksuus voi haitata mittausta, mikäli infrapunavalo absorboituu näytepartikkeliin täysin. (Löder ym. 2015, Käppler ym. 2016). Todella ohuissa näytteissä ei puolestaan välttämättä tapahdu riittävästi absorptiota

19 19 (Löder ym. 2015). Näytteiden on myös oltava infrapunavaloa läpäisevillä alustoilla, jotta mittaus onnistuisi (Tagg ym. 2015, Käppler ym. 2016). Sopivia alustoja ovat esimerkiksi polykarbonaatti-, alumiinioksidi- tai piisuodattimet ja kalsiumfluoridialustat (Elert ym. 2017, Löder ym. 2015, Mintenig ym. 2017). Toinen tapa tehdä FTIR-mittauksia on heijastusmoodi. Heijastustekniikoita ovat muun muassa spekulaarinen heijastus (peiliheijastus) ja vaimennettu kokonaisheijastus (ATR). Mikromuovitutkimuksissa yleisin FTIR-tekniikka on ollut juuri ATR-FTIR, vaikka sillä voidaankin tutkia vain näytepartikkeleiden pintaosia (Käppler ym. 2016). Se soveltuu parhaiten suurille ja epätasaisille partikkeleille (Hidalgo-Ruz ym. 2012, Mai ym. 2018). ATR-mittauksessa hyödynnetään infrapunasäteen heijastamiseen kidettä, joka viedään näytepartikkelin pintaan (Käppler ym. 2016). Kide voi olla esimerkiksi timantti- tai germaniumkide (Löder ym. 2015, Hendrickson ym. 2018). Mikromuoveja ATR:llä analysoitaessa ongelmaksi voi Käpplerin ym. (2016) mukaan muodostua se, että tutkittavat muovipartikkelit saattavat kiinnittyä kiteeseen mittauksen aikana. Heidän mukaansa myös hyvin pienten partikkelien tutkiminen on sillä teknisesti vaikeaa valonsäteen kohdistamisen takia, eikä mustia partikkeleita tai pieniä lisäainepitoisuuksia pystytä mittaamaan. Harrisonin ym. (2012) mukaan ATR-FTIR:llä voidaan kuitenkin havaita aaltolukukaistoja, joita esimerkiksi heijastus-µftir:llä ei pysytä havaitsemaan. Heijastusmittauksissa on omat haasteensa ja etunsa. Yksi haasteista on se, että polymeerien pinnat eivät tyypillisesti anna kovinkaan voimakkaita signaaleja (Käppler ym. 2016). Muovipartikkelien pinnat voivat lisäksi olla epätasaisia, mikä saattaa aiheuttaa taittovirheitä (Löder ym. 2015, Tagg ym. 2015, Käppler ym. 2016). Partikkelin muoto saattaa myös vaikuttaa siitä saatavaan spektriin. Näytepartikkeleiden morfologisten erojen aiheuttamat vaihtelut spektrien muodoissa voivatkin haitata muovipartikkelin tunnistusta. (Harrison ym. 2012). Heijastusmittauksella on kuitenkin myös etunsa. Sillä voidaan esimerkiksi analysoida onnistuneesti läpinäkymättömiä ja paksujakin partikkeleita ilman monimutkaista näytteenkäsittelyä (Harrison ym. 2012, Tagg ym. 2015). Heijastusmittauksessa voidaan käyttää näytealustana esimerkiksi hyvin heijastavaa kultapinnoitettua peiliä (Löder ym. 2015, Murphy ym. 2016). Yhden elementin detektoreilla kokonaisten näytesuodattimien analysointi on erittäin aikaa vievää, joten kehittyneemmät Focal Plane Array eli FPA-detektoria ( matriisidetektori ) hyödyntävät kuvantavat FTIR-menetelmät ovat yleistyneet mikromuovitutkimuksessa (Elert ym. 2017, Mintenig ym. 2017). FPA-detektoreissa useat yksittäiset detektorielementit muodostavat matriisin, jolla voidaan yhtäaikaisesti suorittaa mittaus suuremmalta näytealueelta (Löder ym.

20 , Tagg ym. 2015). Elementtejä voi olla esimerkiksi 32 x 32, 64 x 64 tai 128 x 128 (Agilent Technologies 2011). FPA-FTIR voidaan myös ohjelmoida kuvantamaan useita alueita riveittäin tai muissa muodostelmissa (Mintenig ym. 2017). Kulloinkin kuvattavaksi valitulta alueelta saadaan jokaisesta pisteestä spektri ja jälkikäsittelyllä mitatusta alueesta muodostetaan värikuva integroimalla kullekin materiaalille tunnusomaiset sidosalueet. Voimakkaan intensiteetin kyseisellä spektrialueella omaavat partikkelit näkyvät kuvassa värillisinä, jolloin mahdolliset mikromuovit voidaan havaita. (Käppler ym. 2016). Kuvantaminen voidaan tehdä niin transmissiolla (Löder ym. 2015, Mintenig ym. 2017) kuin heijastusmoodilla (Harrison ym. 2012, Tagg ym. 2015). FPA-kuvantamisen hyvä spatiaalinen resoluutio mahdollistaa entistä pienempien partikkeleiden löytämisen (Tagg ym. 2015). Sen käyttö usein myös nopeuttaa analyysiä, koska yhdellä mittauksella saadaan jopa tuhansia spektrejä ja analyysi voidaan tehdä suoraan suodattimelta (Löder ym. 2015, Mintenig ym. 2017, Silva ym. 2018). Toisaalta tällöin myös dataa saadaan huomattavasti enemmän, jolloin sen käsittely muuttuu työläämmäksi (Elert ym. 2017). Etuna menetelmässä on kuitenkin sen yksityiskohtaisuus ja soveltuvuus suuren näytemäärän analysointiin kohtuullisessa ajassa. Koska partikkeleita ei tarvitse poimia tai etsiä suodattimilta ennen kuvantamista, on mittaajan mahdollisesti aiheuttama vaikutus tuloksiin myös pienempi. (Löder ym. 2015, Tagg ym. 2015). Primpke ym. (2017) näkevät kuitenkin, että vaikka FPAdetektorin käyttö parantaakin tunnistuksen tarkkuutta, on mikromuovianalyyseissä vielä monia vaiheita, joissa työntekijöiden taidot ja motiivit saattavat vaikuttaa työn tuloksiin. Mintenig ym. (2017) havaitsivat jätevesiä kuvantavalla µftir-menetelmällä tutkiessaan, että erityisesti kuitujen analysoiminen FPA-FTIR:ää transmissiomoodissa käyttäen voi olla vaikeaa linssiefekteistä ja partikkeleiden pinnoilla tapahtuvasta diffraktiosta johtuen. Myös Käppler ym. (2016) vertaillessaan FTIR-transmissiokuvantamista ja Raman-kuvantamista huomasivat, että vaikka FPA-FTIR soveltui melko hyvin mikromuovien kuvantamiseen, pystyttiin sillä tunnistamaan yli kolmannes vähemmän mikromuoveja kuin Ramanilla, eikä sillä pysytty tunnistamaan hyvin kaikkia polymeerityyppejä, esimerkiksi PVC:tä. Löderin tutkimusryhmä (2015) puolestaan päätyi siihen, että transmissiomoodin käyttäminen mikromuovien kuvantamisessa toimi paljon paremmin kuin heijastusmoodin. Tämä johtui heidän mukaansa muun muassa siitä, että heijastuksella suoritettavassa automatisoidussa kuvantamisessa ei jokaisen erikokoisen partikkelin kohdalla ole mahdollista tarkentaa infrapunasädettä sopivasti partikkelin pintaan hyvän mittaustuloksen edellyttämällä tavalla. Tagg ym. (2015) puolestaan kehittivät jätevesien mikromuovitutkimuksessa kokonaisten suodattimien kuvantamiseen soveltuvan FPA-detektoria

21 21 hyödyntävän µftir-heijastusmenetelmän, jolla oli hyvä toistettavuus, tunnistustarkkuus ja nopeus. He myös muistuttivat, että mikäli jonkun epätasaisen partikkelin tunnistus FPA-heijastusmenetelmällä on hankalaa, voidaan tunnistuksen apuna käyttää vaikkapa ATR-FTIR:ää. Mikromuovitutkimuksissa on siis hyödynnetty monenlaisia FTIR-menetelmiä ja näillä menetelmillä on lukuisia hyötyjä. Ensinnäkin näytepartikkeleita ei tarvitse tuhota analyysin aikana niiden kemiallisen koostumuksen selvittämiseksi (Elert ym. 2017, Yu ym. 2018). Samasta näytteestä voidaan halutessa tehdä jatkoanalyysejä muilla menetelmillä tai tarvittaessa toistaa FTIRanalyysi. FTIR-menetelmät ovat yleensä tarkkoja, suhteellisen nopeita ja luotettavia polymeerien tunnistuksessa. Monet niistä ovat myös laajasti saatavilla. Kuvantavan FTIR:n avulla voidaan tutkia mikromuovien muotoa, kokoa, kokojakaumaa ja kemiallista koostumusta. (Elert ym. 2017). Tiettyjä FTIR-menetelmiä käytettäessä laajaa näytteenkäsittelyä ei tarvita (Käppler ym. 2016, Silva ym. 2018). FTIR-spektrometrit ovat usein edullisempia kuin esimerkiksi Raman-laitteet (Mai ym. 2018), vaikka esimerkiksi ATR-yksikkö onkin suhteellisen kallis (Hidalgo-Ruz ym. 2012). FTIR-tekniikoiden käytössä mikromuovianalyysissä on myös joitakin haasteita. Ensinnäkin yksittäisissä FTIR-mittauksissa kerralla tutkittavat näytemäärät voivat olla hyvinkin pieniä moniin muihin menetelmiin verrattuna, mikä näkyy koko analyysin ajankulutuksessa (Elert ym. 2017). Toiseksi mikromuovien tunnistaminen FTIR-laitteistolla on perinteisesti vaatinut visuaalisesti tehtävää manuaalista esierottelua. Tällainen valikointi on sekä aikaa vievää että virhealtista. (Primpke ym. 2017, Mai ym. 2018). Kolmas haaste on se, että mikromuovipartikkelin koolla, muodolla ja paksuudella voi olla vaikutusta analyysin onnistumiseen (Käppler ym. 2016). Esimerkiksi transmissiomittauksessa partikkelin suuri paksuus voi heikentää infrapunasäteen läpikulkua niin paljon, ettei mittaus onnistu (Elert ym. 2017). Heijastusmoodissakaan ei välttämättä päästä laadukkaisiin tuloksiin, mikäli partikkeleiden pinnat ovat liian epätasaisia tai huonosti heijastavia (Harrison ym. 2012, Käppler ym. 2016). Mikromuovien tunnistaminen ympäristönäytteistä onkin haastavaa. Erityisesti kontaminoituneista ja rapautuneista mikromuoveista saatujen spektrien tulkinta voi tuottaa vaikeuksia, koska niiden spektrit voivat erota referensseinä käytettyjen puhtaiden polymeerien spektreistä merkittävästi. (Yu ym. 2018). Muun muassa Käppler ym. (2016), Elert ym. (2017) ja Hendrickson ym. (2018) painottivatkin, että FTIR-tekniikoita kannattaisi käyttää yhdessä muiden menetelmien, esimerkiksi Ramanspektroskopian tai GC/MS:n, kanssa parempien tulosten saamiseksi.

22 Raman-spektroskopia FTIR:n ohella toinen mikromuovitutkimuksessa yleisesti käytetty tunnistusmenetelmä on Raman-spektroskopia ja -kuvantaminen (Elert ym. 2017, Silva ym. 2018). Ramania on hyödynnetty muun muassa vesinäytteiden, biologisten näytteiden ja sedimenttien analysointiin. (Oßmann ym. 2018, Yu ym. 2018). Ramanissa käytetään laservaloa, joka vuorovaikuttaessaan näytteen kanssa siroaa ja osassa siroavista fotoneista tapahtuu energianmuutos. Tämä muutos kertoo näytteessä olevien molekyylien värähtelyistä spektrin muodossa. (Käppler ym. 2016). Ramansironnan voimakkuus riippuu kemiallisen sidoksen polarisoituvuudessa tapahtuvan muutoksen suuruudesta (Elert ym. 2017). FTIR:ään verrattuna Raman sopii paremmin poolittomia ja symmetrisiä sidoksia sisältäville materiaaleille (Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). Esimerkiksi aromaattiset sidokset ja hiilten kaksoissidokset on helppo saada virittyneeseen tilaan ja havaita Ramanilla. Koska FTIR:lle puolestaan sopivat parhaiten polaariset sidokset, ovat nämä kaksi menetelmää toisiaan tukevia. (Käppler ym. 2016). Kuten FTIR-tekniikoissakin, myös Raman-spektroskopiassa näytteen spektriä verrataan puhtaista polymeereistä saatuihin referenssispektreihin tai spektrikirjastoon partikkelien koostumuksen selvittämiseksi. Raman-mikroskooppia voidaan käyttää niin polymeerityypin tarkkaan tunnistamiseen kuin partikkelilukumäärien ja kokojakauman selvittämiseen. (Elert ym. 2017). Raman-spektri voidaan mitata yksittäisillä mittauksilla pienestä kohdasta näytepartikkelia tai esimerkiksi kuvantamalla kokonaisia suodattimia (Käppler ym. 2016). Silvan tutkimusryhmän (2018) mukaan Ramanilla voidaan suorittaa partikkeleille sekä morfologinen että kemiallinen analyysi hyvällä toistettavuudella ja tehokkaasti. FTIR:ään verrattuna Ramanilla voidaan mitata pienempää aluetta ja siten tunnistaa pienempiä partikkeleita (Yu ym. 2018). Raman-spektroskopialla päästään siis korkeampaan spatiaaliseen resoluutioon. Tyypillisillä laitteistoilla erotuskyky on parhaimmillaan noin 1 µm. Ramanissa partikkelin paksuus, muoto tai koko eivät ole niin suuria rajoitteita kuin FTIR:ssä. Ilmankosteus ja hiilidioksidi eivät myöskään häiritse mittausta. (Käppler ym. 2016, Elert ym. 2017, Silva ym. 2018). Muita etuja Ramanissa FTIR:ään verrattuna ovat mahdollisuus käyttää laajempaa aallonpituusaluetta ja parempi herkkyys partikkeleiden pinnan tutkimiseen. Pintaherkkänä metodina Raman-spektroskopia soveltuukin pinnoiltaan hapettuneiden mikromuovien tutkimiseen. (Elert ym. 2017). Rapautuneiden muovien värähtelyspektroskooppinen analyysi on kuitenkin haastavaa, koska hapettumisen johdosta partikkeleiden pinnoille muodostuvat toiminnalliset ryhmät aiheuttavat muutoksia partikkeleiden spektreissä. Spektrikirjastossa pitäisi siis olla myös rapautuneiden polymeerien spektrejä hyvän tunnistuksen takaamiseksi (Silva ym. 2018).

23 23 Raman-spektroskopiassa on muitakin haasteita. Esimerkiksi kuvantaminen Ramanilla on huomattavasti hitaampaa kuin FTIR:llä. Näytteessä olevat epäpuhtaudet voivat myös aiheuttaa analyysiä haittaavaa fluoresenssia. (Käppler ym. 2016, Silva ym. 2018). Nämä epäpuhtaudet voivat olla orgaanisia tai epäorgaanisia aineita, vesinäytteissä esimerkiksi humusaineita ja mineraaleja. Fluoresenssin aiheuttamaa häiriötä voidaan vähentää hyvällä näytteenkäsittelyllä ja mittausparametrien säädöllä. (Elert ym. 2017). Muovien pigmentit, täyteaineet ja muut lisäaineet voivat vaikeuttaa Raman-analyysiä, koska niiden aiheuttama voimakkaampi Raman-sironta voi peittää alleen muovipolymeerin antaman signaalin (Käppler ym. 2016) Elektronimikroskopia Pyyhkäisyelektronimikroskopiaa (SEM) voidaan hyödyntää mikromuovitutkimuksessa. Se soveltuu erityisesti partikkeleiden pinnanmuotojen tutkimiseen ja alkuaineanalyysiin. (Yu ym. 2018). Koska SEM:llä on optista mikroskopiaa parempi erotuskyky, voidaan sillä saada tarkkoja lähikuvia mikromuoveista, jolloin ne voidaan erottaa muusta näytteessä olevasta orgaanisesta materiaalista. Mikäli muoveiksi epäiltyjen partikkeleiden alkuainekoostumus halutaan selvittää, voidaan SEM:iä käyttää yhdistettynä energiadispersiiviseen röntgenanalysaattoriin (EDS). Tällöin epäorgaaniset aineet voidaan erottaa hiilipitoisesta muovimateriaalista. Haittapuolia tekniikassa ovat sen korkeat kustannukset, näytteenkäsittelyn työläys ja ajankulutus, joiden takia näytemäärät eivät voi olla suuria. (Silva ym. 2018). SEM/EDS:ää käyttivät esimerkiksi Eriksen ym. (2013) selvittäessään Suurten järvien pintavesien mikromuovipitoisuuksia. SEM/EDS:ää voidaan käyttää muiden tunnistusmenetelmien lisänä. Optiseen mikroskopiaan yhdistettynä se voi lisätä tunnistuksen varmuutta ja korjata visuaalisessa tarkastelussa tapahtuneita virheitä. Spektroskooppisten menetelmien kanssa se voi tarjota vielä tarkemman ja luotettavamman analyysin. Sillä voidaan esimerkiksi tutkia lähemmin partikkeleiden muotoja, halkeamia ja muita epätasaisuuksia. (Silva ym. 2018). SEM:llä saatava tieto voidaan lisäksi yhdistää myös muilla tekniikoilla, vaikkapa GC/MS:llä saatavaan dataa (Yu ym. 2018) Kromatografiset menetelmät Mikromuovien tutkimiseen on käytetty myös kromatografisia menetelmiä. Yksi esimerkki niistä on pyrolyysi-kaasukromatografia-massaspektrometria (py-gc/ms). Tätä termoanalyyttistä menetelmää voidaan hyödyntää partikkeleiden kemiallisen koostumuksen tarkkaan

24 24 selvittämiseen. (Käppler ym. 2016, Silva ym. 2018). Py-GC/MS:ssä polymeerit hajotetaan aluksi pienemmiksi yksiköiksi kuumentamalla ne pyrolyysin avulla. Tämän jälkeen pienet haihtuvat tuotteet voidaan erotella ja tunnistaa kaasukromatografia-massaspektrometrian avulla. (Hendrickson ym. 2018, Mai ym. 2018). GC/MS:ssä näytepartikkeleiden kromatogrammeja ja niissä näkyviä hajoamistuotteita verrataan referenssimassaspektreihin (Löder ym. 2015, Silva ym. 2018). Polymeerityypin tunnistuksessa voidaan käyttää massaspektrikirjastoja, muovistandardeja tai julkaistua massaspektridataa. Myös tunnetuista muovipolymeereistä koostuvia muovisia tuotteita voidaan käyttää referenssimateriaaleina. (Hendrickson ym. 2018). Py-GC/MS-menetelmän käyttämisessä mikromuovitutkimuksessa on useita haasteita. Näyte ensinnäkin tuhoutuu tunnistuksen aikana eli siitä ei voida tehdä jatkoanalyysejä (Käppler ym. 2016, Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). Toiseksi, GC/MS:llä saadaan tietoa vain näytteen kemiallisesta koostumuksesta eri polymeerityyppien massoina. Tietoa partikkeleiden lukumääristä, koosta, muodosta tai kokojakaumasta ei saada. (Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). Näytteen partikkelit on lisäksi havaittava ja erotettava ennen analyysiä visuaalisin tekniikoin. Tämä asettaa rajoitteen tutkittavien partikkeleiden koolle, koska aivan pienimpiä mikromuoveja ei voida manuaalisesti käsitellä. (Löder ym. 2015, Käppler ym. 2016). Haasteita aiheuttaa myös ajankulutus ja pieni tutkittava näytemäärä (Silva ym. 2018). Py-GC/MS:n etu esimerkiksi optisiin tekniikoihin verrattuna on se, että analyysissä voidaan yhtäaikaisesti tunnistaa partikkeleiden polymeerityypit ja niissä olevat lisäaineet, saasteet ja muut kemikaalit (Käppler ym. 2016, Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). Pienimpien mikromuovien GC/MS-analyysiin on myös kehitteillä optimoituja menetelmiä (Löder ym. 2015). Kaiken kaikkiaan termoanalyyttisten menetelmien optimointi ja kehitys mikromuovitutkimuksen tarpeisiin on kuitenkin kesken (Käppler ym. 2016). Näitä menetelmiä on silti käytetty joissakin tutkimuksissa. Esimerkiksi Hendrickson ym. (2018) valitsivat pääasialliseksi mikromuovien tunnistustekniikaksi py-gc/ms:n, mutta käyttivät tunnistuksen varmistuksena myös FTIR-analyysiä ja huomasivat, että menetelmien yhteiskäyttö lisäsi tunnistuksen varmuutta. GC/MS voidaan yhdistää myös lämpögravimetriseen analyysiin, jolloin puhutaan termisen ekstraktion ja desorption kaasukromatografia-massaspektrometriasta (TED-GC/MS) (Silva ym. 2018). Se on mikromuovitutkimuksessa melko uusi menetelmä, jossa polymeerit tunnistetaan niille luonteenomaisten hajoamistuotteiden perusteella. Menetelmässä näytepartikkeleita lämmitetään kuumassa, inertissä ilmassa, jolloin yli 100 C:ssa kiehuvat hajoamistuotteet adsorboituvat kiinteään adsorbenttiin. Lämmitys suoritetaan termogravimetrisessä tasapainossa.

25 25 Adsorbentistä hajoamistuotteet sitten irrotetaan lämpödesorptioyksiössä, minkä jälkeen ne erotellaan ja analysoidaan GC/MS:llä vastaavalla tavalla kuin py-gc/ms:ssä. Polymeerin hajoamistuotteen tunnistamiseksi sen massafragmenttien tulisi näkyä riittävän voimakkaina piikkeinä retentioaikojensa kohdalla ja polymeerityypin varmistamiseksi ainakin kaksi sen hajoamisesta syntynyttä yhdistettä tulisi tunnistaa. (Elert ym. 2017). TED-GC/MS:llä näytteet saadaan analysoitua nopeasti ja ilman visuaalista esierottelua (Silva ym. 2018). Se ei myöskään vaadi monimutkaista näytteen esikäsittelyä, mikä tekee siitä kätevän. Menetelmällä voidaan lisäksi analysoida kerralla huomattavasti suurempia näytemääriä verrattuna py-gc/ms:ään. (Elert ym. 2017, Mai ym. 2018). Suuremmat analysoitavat muovimäärät parantavat näytteen edustavuutta (Silva ym. 2018). Kalibrointia käyttämällä on mahdollista selvittää myös muovipolymeerien absoluuttiset massat. GC/MS:lle tyypillisesti TED- GC/MS:llä ei saada tietoa partikkeleiden koosta tai kokojakaumasta ilman kokofraktiointia näytteenkäsittelyssä. Monimutkaisissa ympäristönäytteissä näytematriisi saattaa lisäksi haitata joidenkin tutkittavien yhdisteiden adsorptiota. (Elert ym. 2017). TED-GC/MS ei myöskään ole vielä rutiinikäytössä mikromuovitutkimuksessa (Käppler ym. 2016). Joitakin nestekromatografisia menetelmiä on myös käytetty mikromuovitutkimuksessa (Käppler ym. 2016, Elert ym. 2017, Yu ym. 2018). Kokoekskluusiokromatografia (SEC) on yksi mahdollinen mutta harvemmin käytetty menetelmä mikromuovien tutkimiseen. Se erottaa liuenneet analyytit niiden molekyylikoon perusteella. Koska polymeerien liukoisuus eri liottimiin vaihtelee, useita erilaisia liuottimia tarvitaan. Esimerkkejä niistä ovat heksafluori-isopropanoli ja tetrahydrofuraani. Liuottimien lisäksi myös ekstraktioparametrit, kuten aika ja lämpötila, on optimoitava polymeerityyppien mukaan. SEC on melko nopea menetelmä ja sen avulla voidaan tutkia suhteellisen suuria näytemääriä. Se antaa kuitenkin vain yleiskuvan näytteen polymeerimassasta, joten sen rinnalla on käytettävä muita tekniikoita. (Elert ym. 2017). Myös korkean erotuskyvyn nestekromatografiaa on hyödynnetty mikromuovitutkimuksessa partikkeleihin adsorboituneiden kemikaalien analysoinnissa (Silva ym. 2018, Yu ym. 2018). Mikromuovinäytteiden ottoon ja käsittelyyn sekä partikkelien tunnistukseen on siis käytetty lukuisia erilaisia menetelmiä. Erilaisten vesinäytteiden ottoon on yleisesti käytetty muun muassa haaveja, suodatinputkia ja pumppusysteemejä. Usein käytettyjä käsittelymenetelmiä ovat puolestaan tiheyserottelu, orgaanisen aineen hapetus ja vakuumisuodatus. Tunnistusmenetelmistä yleisimmät niin vesinäytteiden kuin monien muidenkin näytteiden partikkeleiden analysoinnissa ovat FTIR- ja Raman-analyysit, joiden nopeuttamiseksi on siis myös alettu kehittää

26 26 automatisoituja kuvantamismenetelmiä. Värähtelyspektroskooppisilla menetelmillä on mahdollista saada hyvin yksityiskohtaista tietoa muovipartikkeleiden pintakemiasta, muodosta ja koosta, vaikka niillä voidaankin yleensä tutkia kerrallaan vain pieni näytemäärä. Muita haasteita näiden menetelmien käytössä ovat muun muassa pitkä analyysiaika ja orgaanisen kontaminaation aiheuttamat mittausongelmat. Kromatografisilla menetelmillä voidaan puolestaan nopeasti selvittää näytteen kemiallinen koostumus ja polymeerimassan määrä, mutta tietoa partikkeleiden koosta tai lukumääristä ei saada. Mikromuoveja voi olla vaikeaa tunnistaa käyttämällä vain yhtä analyyttistä menetelmää, minkä vuoksi useamman analyysimenetelmän rinnakkainen käyttö voisi olla ratkaisu tunnistuksen luotettavuuden parantamiseen (Käppler ym. 2016, Elert ym. 2017, Hendrickson ym. 2018, Mai ym. 2018) SUURIMMAT ANALYYTTISET HAASTEET Mikromuovien heterogeenisuus ja ympäristönäytteiden monipuolisuus Mikromuovien tutkiminen on hyvin haasteellista. Haasteet liittyvät muun muassa mikromuovien ominaisuuksiin, ympäristönäytteiden monimutkaisuuteen, analyysin suorittamiseen, laadunvalvontaan ja menetelmien standardointiin. (Silva ym. 2018, Yu ym. 2018). Yksi perustavanlaatuinen mikromuovitutkimukselle haasteita aiheuttava tekijä on mikromuovipartikkeleiden heterogeenisuus. Mikromuovi on käsitteenä laaja ja sen sisään kuuluu suuri joukko ominaisuuksiltaan hyvinkin erilaisia partikkeleita aina kuiduista pallomaisiin mikromuoveihin (Hidalgo-Ruz ym. 2012, Chubarenko ym. 2016, Kosuth ym. 2018). Mikromuovien ominaisuuksien, kuten tiheyden, värin, muodon, koon ja rapautumistilan, monimuotoisuus hankaloittaa niin näytteenottoa ja -käsittelyä kuin partikkelien tunnistusta ja kvantitointia. Mikromuovien pieni koko asettaa jo itsessäänkin haasteita niiden keräämiselle, käsittelylle ja analyysille. Tämän lisäksi mikromuovipartikkelit voivat olla kemialliselta koostumukseltaan hyvinkin erilaisia. Synteettisten polymeerien kemiallinen koostumus, rakenne ja lisäainesisältö voivat vaihdella merkittävästi. (Hidalgo-Ruz ym. 2012, Käppler ym. 2016, Yu ym. 2018). Erilaisia synteettisiä polymeerejä, niiden yhdistelmiä ja lisäaineita on erittäin paljon, mikä tekee mikromuoveistakin hyvin heterogeenisiä ja lisää näin niiden tunnistuksen haastavuutta. Erityisesti kopolymeerien koostumuksen selvittäminen voi olla hyvin vaikeaa. (Hendrickson ym. 2018). Altistuminen ympäristötekijöille ja ympäristösaasteiden adsorptio voivat muuttaa muovien ja mikromuovien kemiaa, mikä tuo lisähaastetta tutkimukselle. Mikromuovien pinta voi erota

27 27 ominaisuuksiltaan suuresti partikkelin sisemmistä osista ja ympäristön mikromuoveissa onkin usein pitkälle hapettunut pintakerros ja vähän muuttunut sisäosa (Andrady 2017). Vanhetessaan muovimateriaali haurastuu, koska hapettumisenestoaineiden loppuun kulumisen johdosta muovin molekyylimassa laskee. Hapettuneen muovin pinnoilla voidaankin havaita erityisesti karbonyyliryhmiä ja muita hapettumisesta kertovia toiminallisia ryhmiä. (Elert ym. 2017). Muovipartikkeleiden värissä voi myös tapahtua muutoksia hapettumisen johdosta ja samastakin polymeeristä koostuvat partikkelit voivat erota toisistaan huomattavasti sekä ulkomuodoltaan että kemialtaan riippuen siitä, kuinka kauan ja millaisissa olosuhteissa ne ovat ympäristössä olleet (Hidalgo-Ruz ym. 2012). Mikromuovit voivat lisäksi kerätä itseensä erilaisia ympäristön saasteita, kuten pysyviä orgaanisia yhdisteitä (Mato ym. 2001, Hirai ym. 2011). Hapettuminen ja muu ympäristötekijöiden aiheuttama mikromuovipartikkeleiden kemian muuttuminen vaikeuttaa analyysiä, koska partikkelit voivat erota vertailuun käytetyistä puhtaista, rapautumattomista polymeereistä merkittävästi ja erot rapautumisasteessa näytepartikkeleiden välillä voivat olla suuria (Hendrickson ym. 2018). Silvan ym. (2018) mukaan tietoa siitä, mitä mikromuovipartikkeleille tapahtuu erilaisissa ympäristöissä, myös analyysin aikana, ei vielä ole riittävästi. Ympäristönäytteet ovat tyypillisesti hyvin monimutkaisia ja niissä voi olla useita erilaisia komponentteja, mikä lisää ympäristön mikromuovien analyysoinnin haastavuutta (Bradley ym. 2017). Mikromuovien lähteitä on lukuisia, mikä myös osaltaan selittää, miksi erilaisia mikromuovejakin on niin suuri joukko (Hidalgo-Ruz ym. 2012). Koska näitä pieniä muovipartikkeleita on löydetty hyvin monenlaisista ympäristöistä, muun muassa vedestä, ilmasta, sedimenteistä ja erilaisista eliöistä, tarvitaan näytteenottoon, -käsittelyyn ja partikkeleiden tunnistukseen monia erilaisia menetelmiä (Silva ym. 2018). Toisaalta myös mikromuovien heterogeenisuuden vuoksi on ollut tarpeellista kehittää useita erilaisia tutkimuksellisia lähestymistapoja ja menetelmiä analyysin eri vaiheisiin (Hidalgo-Ruz ym. 2012). Käytettyjen menetelmien suuri joukko tekee eri tutkimusten välisestä tulosten vertailusta erittäin vaikeaa (Löder ym. 2015, Elert ym. 2017). Kaikkien näiden seikkojen vuoksi mikromuovien analytiikka on haasteellista ja erityisesti menetelmän valinta ratkaisevaa (Käppler ym. 2016) Kontaminaatio Yksi merkittävimmistä haasteista mikromuovitutkimuksessa on näytteiden mahdollinen saastuminen muualta ympäristöstä tulevilla pienillä muovipartikkeleilla. Erityisesti kontaminaatio synteettisillä kuiduilla on aiheuttanut haasteita. (Wesch ym. 2017). Mikromuovikontaminaation

28 28 lähteitä ja näytteiden saastumisreittejä on useita, koska muovimateriaalit ja mikromuovit ovat yleisiä niin sisä- kuin ulkoympäristöissä. Ulkona tapahtuvassa näytteenotossa voivat ilman partikkelit kulkeutua näytteeseen. Ulkoilmaan muovipartikkeleita päätyy esimerkiksi kulkuneuvojen renkaista, kaatopaikoilta, jätteenpoltosta, teollisuuden päästöistä ja maahan levitetystä jätevedenpuhdistamojen lietteestä. Myös muoviroskan hajotessa irtoavat mikromuovit voivat kulkeutua ilmassa tuulten mukana. Sisätiloissa synteettisistä kuiduista valmistetut vaatteet ja muut tekstiilit voivat puolestaan olla huomattava kuitumaisten mikromuovien lähde ja uhata näytteen puhtautta muiden kuluvien muovimateriaalien ohella. (Prata 2018). Erityisesti fleecevaatteista voi irrota suuria määriä synteettisiä polyesterikuituja (Carney Almroth ym. 2018). Mikromuovikuituja on löydetty yleisesti ja lukumäärältään runsaasti ympäristönäytteistä, muun muassa merten pintavesistä, sedimenteistä ja laskeumasta (Wesch ym. 2017). Muun muassa sekä Fischer ym. (2016) että Mason ym. (2016) havaitsivat eräiden järvien mikromuovipitoisuuksia tutkiessaan, että juuri kuidut olivat näytteissä hyvin yleinen mikromuovityyppi. Näytteenottovaiheen lisäksi partikkelikontaminaatio voi tapahtua myös näytteitä käsiteltäessä ja analysoitaessa. Kontaminaatio voi aiheutua niin muovisista työvälineistä kuin muovipartikkeleilla kontaminoituneesta ilmasta, laitteista, astioista ja muista työhön käytettävistä välineistä (Wesch ym. 2017). Esimerkiksi suodatinpesät (Mintenig ym. 2017), suodattamattomat kemikaalit ja likaiset suodatinlaitteistot (Oβmann ym. 2018), suodatinten pakkaukset (Wiesheu ym. 2016) ja työastioiden naarmuihin kiinnittynyt lika (Schymanski ym. 2018) voivat saastuttaa näytteen muovipartikkeleilla. Kontaminaatio voi vaikuttaa tuloksiin merkittävästi ja sen mahdollisuus on siksi pidettävä mielessä koko työn ajan. Erityisesti näytteenkäsittelyn aikana ilmasta tulevan muovikuitukontaminaation riski on korkea. (Wesch ym. 2017). Wiesheun ym. (2016) mukaan eritoten suodatuksen aikana tutkijan tulisi olla tarkkana, jottei näyte kontaminoidu. Mikromuovien ja muovimateriaalien yleisyyden vuoksi toimenpiteitä kontaminaatioriskin pienentämiseksi ja mahdollisen saastumisen monitoroimiseksi voidaan joutua tekemään monessa vaiheessa ja usealla eri tavalla. Schymanskin tutkimusryhmän (2018) mukaan tutkimuksen jokainen vaihe, jossa ollaan tekemisissä näytteen kanssa, tulisi tutkia mahdollisten kontaminaation lähteiden paikantamiseksi. Kuitenkin tähänastisissa tutkimuksissa mikromuovikontaminaation kontrolloinnin ja monitoroinnin suorittaminen on vaihdellut paljon. Yleisimpiä partikkelikontaminaation riskin vähentämiskeinoja ovat puuvillaisten tai muista luonnonkuiduista valmistettujen työtakkien ja vaatteiden käyttö (esim. Murphy ym. 2016, Mintenig ym. 2017,

29 29 Oβmann ym. 2018, Schymanski ym. 2018), muovisten työvälineiden välttäminen niin pitkälti kuin se on realistista (Mintenig ym. 2017, Oβmann ym. 2018) ja työvälineiden ja laitteiden tarkka puhdistaminen esimerkiksi etanolilla ja tislatulla vedellä huuhtelemalla ja niiden suojaus ennen käyttöä (Liebezeit ja Liebezeit 2014, Murphy ym. 2016, Wiesheu ym. 2016, Kosuth ym. 2018). Muovisten työvälineiden tilalla voidaan käyttää esimerkiksi lasisia tai metallisia välineitä (Wiesheu ym. 2016, Oßmann ym. 2018, Carney Almroth ym. 2018). Wesch tutkimusryhmineen (2017) suosittelivat, että myös voimakasta ilmanvaihtoa tulee välttää. Tämän lisäksi laminaarivirtauskaappien, puhdasilmakaappien ja vetokaappien hyödyntäminen voi vähentää kontaminaatiota (Wiesheu ym. 2016, Wesch ym. 2017, Oßmann ym. 2018). Weschin tutkimusryhmä (2017) tutki ilmasta tulevaa ympäristönäytteiden muovi- ja muuta kuitukontaminaatiota neljässä eri asetelmassa: sisätiloissa, liikkuvassa laboratoriossa, vetokaapissa ja partikkelisuodatuksella varustetulla puhdaspöydällä. He havaitsivat, että sisäilmassa kontaminaatio oli merkittävintä ja lähes kaikissa siitä otetuissa näytteissä oli kuituja. Myös suuressa osassa liikkuvan laboratorion ja vetokaapin näytteitä oli kuitusaastumista. Puhdaspöytää käytettäessä kontaminaatio oli puolestaan merkittävästi vähäisempää kuin muissa asetelmissa, joten se oli tutkimusryhmän mielestä paras vaihtoehto. Weschin tutkimusryhmä ei kuitenkaan voinut näytteenkäsittelyn haasteista johtuen tunnistaa kuin 10 % kuiduista infrapunaspektroskopiaa käyttäen. Tarkemmin tunnistetuista kuiduista noin puolet oli muovisia ja loput luonnonkuituja. Kontaminaation havaitsemiseen ja monitorointiin voidaan käyttää lukuisia eri keinoja. Työvaiheen ajaksi esille jätetyt kostutetut kontrollisuodattimet ovat yksi mahdollinen keino ilmasta tulevan kontaminaation selvittämiseen (Murphy ym. 2016, Wiesheu ym. 2016, Wesch ym. 2017). Suodattimien mikroskopoinnilla ennen niiden käyttöä voidaan varmistaa, etteivät ne ole saastuneet mikromuovipartikkeleilla (Kosuth ym. 2018, Schymanski ym. 2018). Liebezeit ja Liebezeit (2014) tutkivat ilmasta tulevan mikromuovikontaminaation mahdollisuutta myös suodattamalla laboratorioilmaa, mutta eivät havainneet mielestään merkittävää kontaminaatiota. Skotlantilaisen jätevedenpuhdistamon vesien mikromuovipitoisuuksia tutkineet Murphy ym. (2016) käyttivät laboratorion työtasojen kontaminaatiotason monitorointiin teippausmenetelmää, missä he satunnaisesti kiinnittivät työpinnoille ja irrottivat 25 cm 2 kokoisia teippipaloja ennen jokaista työvaihetta havaitakseen laskeutuneita kuituja. Erittäin puhtaasta vedestä valmistetut nollanäytteet ja nollanäytteet, joihin on lisätty tunnettu lukumäärä mikromuoveja ovat tarpeellisia mikromuovianalyysissä (Mai ym. 2018). Esimerkiksi Schymanski ym. (2018) käyttivät nollanäytteenä 0,22 µm huokoskoon suodattimilla

30 30 suodatettua ultrapuhdasta vettä. Myös Oßmann ym. (2018) käyttivät 0,2 µm huokoskoon suodattimilla suodatettua ultrapuhdasta vettä. Deionisoidusta vedestä tehtyjä nollanäytteitä oli monissa muissakin mikromuovitutkimuksessa (Estahbanati ja Fahrenfeld 2016, Mason ym. 2016, Kosuth ym. 2018). Wiesheun tutkimusryhmä (2016) tutkiessaan mikromuovikuituja oluista ja pullotetuista kivennäisvesistä puolestaan käytti nollanäytteenä suodattimia, joihin oli suodatettu varsinaisten näytteiden suodokset. Lisäksi heillä oli laminaarivirtauskaapin ilmasta mahdollisesti tulevan kuitukontaminaation monitorointia varten kostea kontrollisuodatin, jota altistettiin laminaarivirtauskaapin ilmalle suodatusprosessin ajan. Koska Wiesheun tutkimusryhmä havaitsi korkeita mikromuovikuitupitoisuuksia sekä näytteissään että nollanäytteissään, päättelivät he niiden aiheutuneen ulkoisesta kontaminaatiosta. Lisäksi kyseinen tutkimusryhmä arvioi, että mikäli elintarvikkeiden mikromuovitutkimuksessa ei käytetä nollanäytteitä tai puhdastiloja, voivat tulokset olla epäluotettavia. Myös eräässä saksalaisessa pullotettujen kivennäisvesien mikromuovitutkimuksessa havaittiin merkittävää mikromuovikontaminaatiota niin nollanäytteissä kuin varsinaisissa näytteissä, minkä tutkijat epäilivät johtuvan ainakin osittain muovisista suodatinvälineistä (Oßmann ym. 2018). Mahdollisen muovikontaminaation riskin vähentämiseen ja kontaminaatiotason selvittämiseen on siis mikromuovitutkimuksessa käytetty hyvin vaihtelevia keinoja. Monissa, erityisesti ympäristön tai jätevesien mikromuovitutkimuksissa, (esim. Eriksen ym. 2013, Carr ym. 2016, Fischer ym. 2016) mikromuovikontaminaation välttämiseen tai havaitsemiseen tarvittavia toimenpiteitä ei ole aina suoritettu. Weschin ym. (2017) mukaan viimeaikaisten mikromuovitutkimusten tulokset ovat viitanneet siihen, että niin kontaminaatio kuin analyyttiset virheetkin ovat voineet merkittävästi vaikuttaa saatuihin tuloksiin. Esimerkkinä tästä Wesch tutkimusryhmineen mainitsi selluloosakuitujen luokittelun mikromuoveiksi riittämättömän visuaalisen tai spektroskooppisen tunnistuksen perusteella. He arvelivat, että mikromuovikuitujen runsaus erityisesti ympäristönäytteissä voi liittyä ainakin osittain ilman kautta tulevaan muovikontaminaatioon. Pullotettuja kivennäisvesiä tutkineet Oβmann ym. (2018) ja Schymanski ym. (2018) totesivat havaintojensa perusteella, että muovikontaminaation täydellinen välttäminen on erittäin vaikeaa, koska mikromuovit ovat niin yleisiä kaikenlaisissa ympäristöissä. Mikromuovikontaminaation huomioiminen on kuitenkin hyvin tärkeää tulosten oikeellisuuden ja luotettavuuden kannalta, koska mahdollisen kontaminaation huomiotta jättäminen voi johtaa mikromuovimäärien virheelliseen arviointiin (Wesch ym. 2017). Tutkimustulosten luotettavuuden kannalta on

31 31 Main ym. (2018) mukaan välttämätöntä, että koko mikromuovinäytteen analyysiprosessin laadunvarmistus on riittävää Riittävän standardisoinnin ja laadunvalvonnan puute Kolmas merkittävä haaste mikromuovitutkimuksessa on riittävän standardisoinnin ja harmonisoinnin puute. Mikromuoveille ei esimerkiksi vielä ole täysin yleispätevää määritelmää, mikä on tutkimuksen teon kannalta ongelmallista (Kosuth ym. 2018). Tutkimustulosten ilmoittamiseen käytetyt yksiköt muun muassa partikkeleiden pitoisuuksista ovat myös vaihdelleet tutkimusten välillä, koska niillekään ei ole vielä tällä hetkellä määritetty standardi-ilmoitustapaa (Mai ym. 2018, Silva ym. 2018). Näiden lisäksi mikromuovien luokittelutavat ovat vaihdelleet (Mintenig ym. 2017). Myöskään vuodenaikaisvaihtelua ja muita ajallisia tekijöitä ei näytteenotossa ole huomioitu tarpeeksi (Silva ym. 2018). Riittävän kattavan standardisoinnin ja harmonisoinnin puute on johtanut muun muassa siihen, että käytössä on laaja joukko hyvinkin erilaisia näytteidenotto-, käsittely- ja tunnistusmenetelmiä. Tämä puolestaan tekee tutkimusten välisen tulosten vertailun todella vaikeaksi. Haasteen ratkaisemisen kannalta menetelmien ja tunnistuslaitteiden standardointi ja harmonisointi olisi erittäin tärkeää. (Löder ym. 2015, Käppler ym. 2016, Elert ym. 2017, Silva ym. 2018). Main tutkimusryhmä (2018) muistuttaa, että standardimenetelmien tulisi olla käytännöllisiä ja toimivia jokaisessa käsittelyvaiheessa. Näytteenoton edustavuus on tutkimuksen laadun kannalta hyvin oleellista. Silti metodeja mikromuovinäytteenottoon ei ole standardisoitu ja keräinten, suodattimien ja muiden partikkelien eristämiseen käytettyjen välineiden silmä- ja huokoskoot ovat siksi vaihdelleet paljon. Tämä vaikuttaa suoraan siihen, miten suuria määriä ja minkä kokoisia mikromuoveja saadaan tutkittua. Esimerkiksi vesinäytteistä tutkittujen mikromuovien koon alaraja on tutkimusten välillä vaihdellut standardoidun näytteenottomenetelmän puuttumisen vuoksi. (Andrady 2017, Silva ym. 2018). Yksityiskohtaisia näytteenottostrategioita tulisi kehittää, koska näytteenoton onnistuminen on välttämätöntä mikromuovien esiintyvyyden selvittämisessä paikkansapitävästi. Kontaminaatio ja mikromuovien määrien yli- ja aliarvio johtuvat usein pohjimmiltaan siitä, ettei hyviä, optimoituja menetelmiä ole käytettävissä. Tällä hetkellä myös liian pieni toistojen määrä on ongelma tilastollisesti relevanttien tulosten saamisen kannalta. (Silva ym. 2018). Main tutkimusryhmän (2018) mukaan analyysimenetelmien standardisoinnin puute johtaa epäluotettavaan dataan mikromuovipartikkeleiden pitoisuuksista ja polymeerikoostumuksesta,

32 32 minkä vuoksi laadukkaita standardimenetelmiä tulisi kehittää viipymättä. Myös Elertin ym. (2017) mielestä standardiprotokollien nopea kehittäminen on yksi tärkeimmistä kehityskohteista mikromuovitutkimuksessa ja välttämättömyys, jotta mikromuovien esiintyvyys erilaisissa ympäristöissä saadaan kattavasti ja kokonaisvaltaisesti selvitettyä. Elertin tutkimusryhmän mukaan usean rinnakkaisen tunnistustekniikan yhdistäminen olisi mahdollinen keino luotettavien standardimenetelmien kehittämiseen mikromuovien tunnistamiseksi, koska kullakin menetelmällä on omat vahvuutensa ja rajoitteensa. Metodin luotettavuuden osoittamiseksi myös validointitestit ovat tärkeitä, vaikka niitä onkin tehty vain osassa tutkimuksista. Menetelmien validointia hankaloittaa mikromuovien ja ympäristönäytteiden heterogeenisuus, sertifioitujen referenssimateriaalien vähäisyys ja polymeerien suuri joukko. Yleistä standardoitua validointimenetelmää ei vielä ole. (Silva ym. 2018). Hidalgo-Ruz ym. (2012) katsausartikkelissaan meriympäristön mikromuovitutkimuksessa käytetyistä tunnistus- ja kvantitointimenetelmistä toivat esille, että näytteenoton, -käsittelyn ja tunnistustekniikoiden lisäksi myös nollanäytteet ja muut kontaminaation monitorointimenetelmät tulisi standardisoida. Sertifioitujen referenssimateriaalien kehittäminen eri polymeerityypeistä myös mahdolliset adsorboituneet saasteet ja lisäainekemikaalit huomioiden voisi parantaa mikromuovitutkimuksessa hankitun tiedon tarkkuutta ja oikeellisuutta. Niitä tarvittaisiin menetelmien validoinnin ohella myös muun muassa mittausepätarkkuuksien arviointiin, sisäisten standardien valmistukseen ja laboratorioiden välisten testien toteuttamiseen. (Silva ym. 2018). Wesch ym. (2017) painottavat, että myös laadunvalvontaan tulisi kiinnittää entistä enemmän huomiota, jotta menetelmien ja tulosten luotettavuutta saadaan parannettua TALOUSVEDEN PUHDISTUS Talousvettä on terveydensuojelulain (763/1994) 16.1 :n mukaan kaikki juotavaksi, ruuanlaittoon tai muihin kotitaloustarkoituksiin tarkoitettu vesi. Talousveden laatuvaatimuksista ja -tavoitteista säädetään sosiaali- ja terveysministeriön asetuksilla talousveden laatuvaatimuksista ja valvontatutkimuksista (1352/2015, talousvesiasetus ) ja pienten yksiköiden talousveden laatuvaatimuksista ja valvontatutkimuksista (401/2001). Ensimmäiseksi mainittu asetus koskee vettä päivässä yli 10 m 3 tai vähintään 50 henkilön tarpeisiin toimittavia vesilaitoksia ja jälkimmäinen tätä pienempiä yksiköitä. Talousvedessä ei saa olla talousvesiasetuksen 4 :n mukaan loisia, pieneliöitä tai muita aineita pitoisuuksissa, jotka voivat aiheuttaa terveyshaittaa. Mikromuoveille ei ole asetuksessa erikseen säädetty laatuvaatimuksia tai -tavoitteita. Euroopan

33 33 komission ehdotuksessa 2017/0332 niin sanotun juomavesidirektiivin uudistamiseksi (Euroopan komissio 2018) on esitetty velvoite talousveden valmistuksessa käytettävien raakavesien mikromuovien seurannasta siinä vaiheessa, kun riittävät standardimenetelmät on kehitetty. Vesilaitosyhdistys ei kuitenkaan katso tällaisen seurannan lisäämistä direktiiviin tarpeelliseksi, koska mikromuovien ei ole tähän mennessä osoitettu aiheuttavan terveyshaittoja (VVY 2018). Suunnilleen 90 % suomalaisista käyttää vesilaitosten valmistamaa vettä juoma- ja talousvetenään. Vesilaitosten tuottamasta talousvedestä pääosa, noin kolme neljäsosaa, valmistetaan pohjavedestä tai tekopohjavedestä. Suomessa on kaikkiaan noin 1500 vesilaitosta, jotka toimittavat vettä yli 50 henkilön tarpeisiin. (VVY 2019). Talousveden valmistuksessa tarvittavien käsittelyprosessien valintaan vaikuttavat erityisesti käytetyn raakaveden laatu ja jossain määrin myös käsittelyvaihtoehtojen kustannukset (Pizzi 2010). Pintavesi vaatii monimutkaista puhdistuskäsittelyä, mutta pohjavesille riittää useimmiten yksinkertainen puhdistus (VVY 2019). Pohjavesi puhdistuu luontaisesti suodattuessaan maaperän läpi epäpuhtauksien kiinnittyessä maaperän partikkeleihin. Pohjavesi onkin yleensä pintavettä puhtaampaa erityisesti orgaanisen aineksen määrän, sameuden ja patogeenisten mikrobien osalta, minkä vuoksi sen käyttäminen talousvetenä ei yleensä vaadi raskasta monivaiheista puhdistuskäsittelyä. (Lehtola ym. 2002, Pizzi 2010, VVY 2019). Pohjavedessä voi maaperän ominaisuuksista riippuen kuitenkin olla esimerkiksi korkeita rauta- ja mangaanipitoisuuksia tai liian suuri kovuus kalsium- ja magnesiumesiintymien vuoksi, jolloin näiden aineiden poistoa voidaan tarvita esteettisten ja operatiivisten ongelmien ehkäisemiseksi. Raudan ja mangaanin poistoon voidaan käyttää esimerkiksi ioninvaihtoa tai hapetus suodatus -käsittelyä. Hapetus voidaan tehdä muun muassa ilmastamalla tai käyttämällä hapetuskemikaalia, kuten kaliumpermanganaattia tai klooria. Suodattamalla vedestä voidaan poistaa myös kovuutta. (Pizzi 2010). Pohjavesiä ei Suomessa yleensä desinfioida ja usein niille riittää käsittelyksi pelkkä ph:n säätö (Lehtola ym. 2002). Pohjaveden mikrobiologisen laadun varmistamiseksi joillakin pohjavesilaitoksilla kuitenkin käytetään UVdesinfiointia (Lehtola ym. 2005). Pohjaveden keräämiseen käytetään erilaisia kaivoja. Luonnollisen pohjaveden ohella myös tekopohjavettä voidaan käyttää talousveden tuotannossa. Tekopohjaveden valmistuksen tarkoituksena on pintavettä imeyttämällä lisätä sadeveden maaperään imeytymisen johdosta muodostuvan luontaisesti esiintyvän pohjavesiesiintymän antoisuutta (VVY 2019). Tekopohjavettä voidaan valmistaa muun muassa rantaimeyttämällä tai sadettamalla. Sadetuksessa raakavesi kulkee sadeveden tavoin maan pinnalta syvempiin maakerroksiin puhdistuen samalla. (Lehtola ym. 2002). Rantaimeytyksessä raakaveden, esimerkiksi

34 34 järviveden, imeytyminen ranta-alueelta alkaa, kun vettä aletaan pumppaamaan kaivoista, jolloin luonnollisen pohjaveden pinta laskee. Suotautuessaan maaperän läpi pintavesi puhdistuu humuksen ja mikrobien poistuessa vastaavalla tavalla kuin pohjavesi. (Kuopion Vesi 2019b). Tekopohjaveden laatu onkin yleensä lähellä pohjaveden laatua (VVY 2019). Muodostuvan tekopohjaveden laatuun vaikuttaa kuitenkin merkittävästi veden suotautumisaika ja -matka. Kuten luonnon pohjavesissäkin, myös tekopohjavedessä rauta- ja mangaanipitoisuudet voivat olla korkeita ja niiden vähentäminen tarpeellista. Myös orgaanisen aineksen poistuminen voi olla riittämätöntä. (Kuopion Vesi 2019b). Tekopohjavedelle on useimmiten tarpeellista tehdä ainakin ph:n säätö ja desinfiointi (Lehtola ym. 2002), mutta monivaiheisempaakin puhdistusta voidaan tarvita veden laadusta riippuen. Pintavesiä ovat järvien, jokien, purojen ja tekojärvien vedet. Pintavesi on usein mikrobiologisesti likaisempaa kuin pohjavesi ja vaatii siksi riittävän kemiallisen käsittelyn (Pizzi 2010). Pintavesi onkin esimerkiksi desinfioitava aina ennen sen käyttöä talousvetenä (STMa, 1325/2015, 11 ). Pintavesien laatu voi muuttua nopeastikin vaikkapa rankkasateiden ja lumensulamisvesien vaikutuksesta. Myös leväkukinnot voivat muun muassa lisätä pintaveden sameutta, aiheuttaa maku-, haju- ja värihaittoja ja tuottaa terveydelle haitallisia toksiineja. (Pizzi 2010). Suomessa pintaveden puhdistukseen käytetään tyypillisesti käsittelyä, joka sisältää vähintäänkin koagulaation, pikahiekkasuodatuksen, ph:n säädön ja desinfioinnin yleensä kloorilla. Kemialliseen koagulaatioon voidaan tarvittaessa yhdistää myös esimerkiksi otsonointi ja aktiivihiilisuodatus. (Lehtola ym. 2002). Pintavesille, erityisesti jokivesille, on usein tarpeellista tehdä esikäsittely, jossa poistetaan vedestä suuremmat roskat, kuten lehdet, oksat ja hiekka. Tämä voidaan tehdä esimerkiksi välppäämällä tai laskeutuksen avulla. Hiekka ja suuret roskat voivat aiheuttaa laitteiden tukkeutumista, osien kulumista ja puhdistuksen liiallista kuormittumista, joten niiden poistaminen on tarpeellista. Laskeutumattoman pienikokoisemman aineksen, kuten mikrobien ja epäorgaanisten ja orgaanisten partikkeleiden, poistamiseen tarvitaan kuitenkin lisäkäsittelyä. Tyypillinen käsittely on koagulaatio flokkulointi ja sitä seuraava selkeytys ja suodatus. Koagulaatiossa veteen lisätään koagulanttia, esimerkiksi alumiini- tai ferrisulfaattia, pikasekoituksen aikana. Tätä seuraa flokkulointi eli hitaan sekoituksen vaihe flokkien koon kasvattamiseksi. Koagulaatio flokkuloinnissa tarkoituksena on muodostaa pienistä suspendoituneista partikkeleista suuria, raskaita flokkeja, jotka voidaan poistaa selkeytysvaiheessa. Kyseessä on fysikaaliskemiallinen prosessi, jossa koagulantin avulla pyritään neutraloimaan partikkeleiden sähköinen varaus, zeta-potentiaali, joka pitää partikkeleita erillään. Varauksen neutralisoimisen jälkeen van der

35 35 Waals -voimat voivat vetää pieniä partikkeleita yhteen muodostaen flokkeja. Koagulantit vaativat sopivat olosuhteet toimiakseen. Erityisesti oikea ph on alkaliteetin, sameuden ja lämpötilan ohella tärkeä muuttuja. Alkaliteetin ja ph:n säätämiseksi veteen voidaan lisätä muun muassa kalkkia tai natriumkarbonaattia. Koaguloinnin optimoimiseksi voidaan tarvittaessa käyttää apukoagulantteja, kuten polyelektrolyyttejä. (Pizzi 2010). Koagulaatio flokkulointia seuraa selkeytys, joka voidaan tehdä esimerkiksi laskeutuksen avulla laskeutusaltaassa vähentämällä veden virtausnopeutta ja turbulenssia tai flotaatioselkeytyksellä, jolloin kuplituksen avulla nostettu flokkiaineis poistetaan altaan yläosasta kaavinten avulla. Selkeytyksen jälkeen vesi yleensä vielä suodatetaan. Suodatus tarvitaan selkeytyksessä veteen jääneiden pienten flokkien, mikrobien ja saostettujen kemikaalien poistamiseksi. Tyypillisiä suodatustekniikoita ovat hidashiekkasuodatus ja pikahiekkasuodatus. Myös aktiivihiiltä, antrasiittiä ja muita materiaaleja voidaan käyttää. (Pizzi 2010). Suomalaisilla pintavesilaitoksilla yleinen suodatusmenetelmä on juuri pikahiekkasuodatus (Lehtola ym. 2002). Suodatuksessa veden puhdistumisen päämekanismi on adsorptio suodatinpartikkeleiden pinnoille. Sameuden vähentäminen suodattamalla on tärkeää, koska sameus lisää desinfiointiaineen kulutusta, mikrobikasvua ja suojaa mikrobeja desinfioinnin vaikutukselta. (Pizzi 2010). Pintavesi on desinfioitava aina ennen sen käyttöä talousvetenä (STMa, 1325/2015, 11 ). Desinfioinnin avulla tuhotaan tai inaktivoidaan patogeenisiä organismeja. Se voidaan tehdä esimerkiksi kloorin, UV-säteilytyksen tai hapettavan otsonikaasun avulla. UV-säteily erityisesti aallonpituuksilla nm inaktivoi tehokkaasti patogeenejä absorboitumalla ja vaurioittamalla mikrobien DNA:ta tai RNA:ta. (Pizzi 2010). UV-desinfioinnin lisänä voidaan käyttää kloorausta tai klooriamiinin lisäystä jäännösvaikutuksen aikaansaamiseksi (Lehtola ym. 2005). Otsonointikäsittely on puolestaan tehokas poistamaan makua, hajua ja väriä aiheuttavia orgaanisia aineita haitallisten mikro-organismien ohella (Pizzi 2010). Klooraus on silti yleisin desinfiointimenetelmä. Se voidaan tehdä esimerkiksi natriumhypokloriitin, kloorikaasun tai klooridioksidin avulla. (Lehtola ym. 2005). Kloorauksen haittapuolena on kuitenkin mahdollinen haitallisten sivutuotteiden, kuten trihalometaanien, muodostuminen. Puhdistuksen loppuvaiheessa veden alkaliteetti ja ph säädetään sopivaksi muun muassa verkoston korroosion eston kannalta. Tähän voidaan käyttää esimerkiksi natriumhydroksidia tai kalkkia (Pizzi 2010). Mainittujen menetelmien ohella veden puhdistuksessa on käytössä lukuisia muita tekniikoita, niiden yhdistelmiä ja kemikaaleja (Lehtola ym. 2002). Esimerkiksi kalvosuodatustekniikoita voidaan käyttää tiettyjen kontaminanttien, kuten raskasmetallien, suolojen ja mikrobien,

36 36 poistoon. Membraanisysteemit voivat toimia paine-eron avulla (mikro-, nano- ja ultrasuodatus, käänteisosmoosi) tai sähköisesti (esim. elektrodialyysi). Orgaanisen aineksen poiston tehostamiseksi koagulaatioon voidaan yhdistää vaikkapa ultrasuodatus. Esikloorausta puolestaan käytetään pintaveden käsittelyn alkuvaiheessa makua ja hajua aiheuttavien yhdisteiden hajottamiseksi, mikrobien inaktivoimiseksi ja rikkivedyn, raudan ja mangaanin hapettamiseksi. (Pizzi 2010) JUOMA- JA TALOUSVESIEN MIKROMUOVITUTKIMUS Pullotettujen kivennäisvesien ja oluiden mikromuovit Tietoa talousvesien mikromuoveista on vielä erittäin vähän. Viime aikoina pullotetuista juomaja kivennäisvesistä (Kosuth ym. 2018, Oβmann ym. 2018, Schymanski ym. 2018) ja oluista (Liebezeit ja Liebezeit 2014, Wiesheu ym. 2016, Kosuth ym. 2018) on tehty joitakin tutkimuksia vaihtelevin menetelmin ja tuloksin. Vesilaitosten tuottamaa talousvettä ovat puolestaan tutkineet Pivokonsky ym. (2018) ja Mintenig ym. (2019). Suurin osa mainituista tutkimuksista on saksalaisia eli ne ovat keskittyneet pääosin varsin pienelle maantieteelliselle alueelle Kosuthin tutkimusryhmän globaalimman tutkimusaineiston sisältänyttä tutkimusta lukuun ottamatta. Sekä Oβmann ym. (2018) että Schymanski ym. (2018) analysoivat mikromuoveja pullotetuista kivennäisvesistä µraman-spektroskopialla. Schymanskin tutkimusryhmä hankki 38 juomavesinäytettä ( ml/näyte), jotka oli pakattu uudelleenkäytettäviin ja kertakäyttöisiin muovipulloihin, kartonkipakkauksiin ja lasipulloihin. He suodattivat näytteensä 3,0 µm huokoskoon kultapinnoitetuille polykarbonaattisuodattimille ja analysoivat ne pimeäkenttämoodissa 20-kertaisella suurennoksella partikkelien koon, määrän ja muodon määrittämiseksi ennen kemiallista analyysiä. Oβmann ym. (2018) puolestaan tutkivat 32 uudelleenkäytettäviin ja kertakäyttöisiin PET-pulloihin ja lasipulloihin pakattua saksalaisia kivennäisvesinäytettä. He tekivät näytteilleen EDTA-käsittelyn kalsium- ja magnesiumkarbonaattien liuottamiseksi ennen natriumlauryylisulfaatin lisäystä näytteen homogenisoimiseksi ja 250 ml näytemäärän vakuumisuodatusta 0,4 µm huokoskoon alumiinipinnoitetulle polykarbonaattisuodattimelle. Kultakin suodattimelta he kuvansivat µramanilla viisi 1 mm 2 ruutua ja analysoivat niiltä erikseen kaikki 1 µm partikkelit. Molemmissa tutkimuksissa mikromuoveja löytyi kaikista pullotyypeistä. Schymanskin ym. (2018) tutkimuksessa niitä oli eniten uudelleenkäytettävissä muovipulloissa, joista niitä löytyi

37 37 keskimäärin 118 ± 88 kpl/l. Toiseksi eniten partikkeleita löytyi lasipulloista ja vähiten kartonkipakatuista vesistä. Oβmann ym. (2018) puolestaan havaitsivat eniten partikkeleita lasipulloissa (6292 ± 5432 kpl/l) ja vähiten kertakäyttömuovipulloissa (2649 ± 2857 kpl/l). Schymanskin tutkimusryhmän nollanäytteissä oli mikromuoveja keskimäärin 14 ± 13 kpl/l, Oβmannin peräti 384 ± 468 kpl/l. Schymanskin ym. (2018) tutkimuksessa suurin osa partikkeleista oli 5 20 µm kokoisia ja niiden yleisimmät polymeerityypit olivat PEST ja PE. Oβmannin ym. (2018) havaitsemista mikromuoveista ylivoimainen enemmistö oli 1 5 µm kokoisia. Lasipulloissa he havaitsivat pääosin PE-, PP- ja SBC-partikkeleita, kun taas PET-pulloissa suurin osa mikromuoveista oli PET-partikkeleita. Molemmat tutkimusryhmät päättelivät juomapakkausten ja muovikorkkien toimivan mikromuovien lähteinä. Näiden kahden tutkimuksen tulokset viittaavat siis siihen, että pakkausmateriaalit voivat olla mahdollinen mikromuovien lähde juomavesissä. Molemmat tutkimusryhmät joutuivat kuitenkin ekstrapoloimaan tuloksiaan: Oβmann ym. (2018) suodatettuaan vain osan näytetilavuudesta ja Schymanski ym. (2018), koska he eivät voineet analysoida jokaista partikkelia suurten partikkelimäärien vuoksi. Kumpikin tutkimusryhmä toi esille, että ekstrapolointi lisää tulosten epävarmuutta. Oβmannin tutkimusryhmä pystyi tutkimaan partikkeleita 1 µm kokoon asti toisin kuin Schymanski ym. (2018), joiden menetelmän alaraja oli 5 µm. Oβmann ym. (2018) löysivätkin huomattavasti enemmän mikromuoveja juuri < 5µm partikkeleiden runsauden vuoksi. Schymanskin ym. (2018) mukaan < 20 μm partikkelit ovat mahdollisesti jääneet liian vähälle huomiolle, koska tunnistukseen yleisimmin käytetty FTIR-analyysi ei pysty havaitsemaan niitä. Niiden tutkiminen saattaa kuitenkin olla ihmisen terveyden kannalta tärkeää, koska kokonsa vuoksi niiden mahdollinen imeytyminen suolistosta ja kertyminen kehoon voi olla todennäköisempää kuin suuremmilla mikromuoveilla (EFSA 2016, Rist ym. 2018, Schymanski ym. 2018). Liebezeit ja Liebezeit (2014) analysoivat saksalaisia oluita. Analyysin vaiheet olivat näytteen (0,33 0,5 l) suodatus < 1 µm huokoskoon selluloosasuodattimelle, suodattimien värjäys ja mikroskopointi. Tutkijat luokittelivat mikromuoveiksi partikkelit, jotka eivät käsittelyssä värjäytyneet. He havaitsivat mikromuoveja, pääasiassa fragmentteja, kaikissa 24 näytteessään. Partikkeleiden lähteiksi tutkijat epäilivät ilman, pullojen pesun ja oluen valmistusprosessin. Tutkimuksessa raportoidut tulokset partikkelipitoisuuksista eroavat Kosuthin ym. (2018) tuloksista. Kosuthin tutkimusryhmän tutkimien oluiden keskimääräinen partikkelipitoisuus (4,05 kpl/l) oli yli viisi kertaa pienempi kuin Liebezeit ja Liebezeitin tutkimien saksalaisoluiden keskiarvo. Saksalaisoluista löytyi myös paljon enemmän fragmentteja ja raemaisia partikkeleita, kun taas Kosuthin tutkimusryhmä havaitsi lähes yksinomaan kuituja.

38 38 Wiesheu ym. (2016) puolestaan tekivät Raman-mikrospektroskooppisen kuituanalyysin kolmesta 0,45 µm selluloosanitraattisuodattimille suodatetusta 0,33 l pullosta olutta ja löysivät kahdesta niistä PE- ja PS-kuituja. Tutkimuksen lopputulos oli, että suodatusvaihe on kriittinen kuitukontaminaation kannalta, joten sen aikana näytteitä on käsiteltävä tarkasti. Wiesheun tutkimusryhmä arveli, että jos tutkimuksissa ei käytetä puhdastilaa, tarkkaa tunnistusmetodia tai nollanäytteitä niin tulokset voivat olla epäluotettavia. Liebezeit ja Liebezeitin (2014) ja Kosuth ym. (2018) tutkimuksiin verrattuna Wiesheun tutkimuksessa näytteiden määrä oli huomattavasti pienempi, mutta tunnistusmenetelmä puolestaan tarkempi. Liebezeit ja Liebezeitin (2014) ja Kosuthin ym. (2018) tutkimuksissa oli muutenkin joitakin mahdollisesti merkittäviä puutteita. Monet tutkimusryhmät ovat tuoneet esille, että pelkästään visuaaliseen havainnointiin perustuva partikkelien tunnistaminen on hyvin virhealtista ja voi johtaa partikkelimäärien yli- tai aliarvioon (Käppler ym. 2016, Silva ym. 2018) Vesilaitosten tuottaman talousveden mikromuovit Pullovesissä ja oluissa on siis havaittu mikromuovikontaminaatiota. Vesilaitosten tuottamasta talousvedestä tietoa on puolestaan vielä erittäin vähän. Tätä tutkielmaa kirjoittaessa laajasti julkaistuja talousvesitutkimuksia oli kolme: Kosuth ym. (2018), Pivokonsky ym. (2018) ja Mintenig ym. (2019). Ensimmäisenä mainittu Kosuthin ym. (2018) tutkimus käsitteli hanavesien, oluiden ja suolatuotteiden antropogeenisia partikkeleita. Tutkimuksessa kerättiin kolmannen osapuolen toimesta 159 talousvesinäytettä minuutin veden juoksutuksen jälkeen muovipulloihin 14 eri maassa, joista osa oli teollisuusvaltioita ja osa kehittyvä maita. Vesinäytteet suodatettiin 2,5 µm huokoskoon selluloosasuodattimille, jotka tutkittiin väriaineen lisäyksen jälkeen visuaalisesti stereomikroskoopin avulla. Tutkimuksessa antropogeenisia partikkeleita, pääasiassa kuituja, löytyi yli 80 %:sta hanavesinäytteitä. Partikkelimäärä vaihteli välillä 0 61 kpl/l, ollen keskimäärin 5,5 kpl/l. Myös 40 % nollanäytteitä oli vähäistä partikkelikontaminaatiota. Tutkijat huomasivat, että teollisuusvaltioiden vesissä oli tilastollisesti merkittävästi enemmän partikkeleita kuin kehittyvien maiden vesissä keskimäärin. Syyksi tälle tutkijaryhmä pohti eroja raakavedenlähteissä, veden suodatuksessa ja alueen asukastiheydessä. Kosuthin tutkimusryhmä (2018) näki, että jatkossa on tarpeellista tutkia muun muassa raakaveden lähteitä ja talousveden valmistusprosessin eri vaiheita mahdollisen mikromuovikontaminaation lähteinä. Mintenig ym. (2019) analysoivat viiden saksalaisen vesilaitoksen käyttämiä pohjavesiä ja niistä tuotettua talousvettä. Heidän käyttämänsä suodatinlaitteisto koostui 3 µm reikäkoon teräksisistä

39 39 suodattimista, muovisista suodatinpesistä (SAN/PP), kahdesta PVC-letkusta ja virtausmittarista. He suodattivat 8 m 3 pohjavettä ja 32 m 3 valmista talousvettä. Näytteitä oli yhteensä 24. Monivaiheisen näytteenkäsittelyn lopuksi tutkijat konsentroivat näytteet 0,2 µm huokoskoon alumiinioksidisuodattimille ja analysoivat suodattimilta µftir:llä yli 20 µm kokoiset partikkelit. Raakavesinäytteille he suorittivat lisäksi tiheyserottelun sinkkikloridiliuoksella raudan oksidien poistamiseksi ennen suodatusta. Myös Pivokonsky ym. (2018) tutkivat talousvettä ja sen valmistukseen käytettyä raakavettä kolmella eri puhdistustekniikoita käyttävällä vesilaitoksella Tšekissä. He ottivat vesityyppiä kohden näytevettä yhteensä 27 l litran lasipulloihin useina eri ajankohtina tutkiakseen SEM-analyysillä partikkeleiden lukumäärää, morfologiaa ja kokoa. Tutkimusryhmä otti myös lisänäytteitä 9 litraa vesityyppiä kohden laadullista analyysiä varten: FTIR:llä he tutkivat > 10 µm ja µramanilla 1 10 µm partikkelit. Näytteille suoritettiin peroksidikäsittely orgaanisen aineksen poistamiseksi ennen suodatusta ensin 5 µm ja sen jälkeen 0,2 µm huokoskokojen polytetrafluorieteenisuodattimille SEM-analyysiä varten. Laadullisen analyysin näytteet puolestaan suodatettiin alumiinioksidisuodattimille. Mintenigin ym. (2019) tutkimukseen verrattuna Pivokonskyn ym. (2018) näytetilavuudet olivat paljon alhaisemmat. Kontaminaation määrittämiseksi Mintenig ym. (2019) valmistivat esisuodatetusta talousvedestä neljä 150 l nollanäytettä, jotka he analysoivat mikroskopoimalla ja FTIR-kuvantamisella. Tutkimusryhmä havaitsi nollanäytteissään PP-, SAN-, PE- ja PEST-kontaminaatiota melko runsaasti ja vähensivät kunkin polymeerityypin partikkelikeskiarvon näytteiden tuloksista. Pivokonsky ym. (2018) puolestaan valmistivat yhdeksän 1 l nollanäytettä HPLC-laadun vedestä ja niiden kontaminaatio oli alle 5 % näytteiden pitoisuuksista, mitä tutkimusryhmä piti merkityksettömänä. Molemmat tutkimusryhmät suorittivat tyypillisimpiä kontaminaation välttämiseen tähtääviä toimenpiteitä. Mintenigin ym. (2019) tutkimuksessa tutkittujen vesien mikromuovipitoisuudet vaihtelivat välillä 0 7 kpl/m 3, eikä eroja eri pudistusvaiheiden välillä havaittu. Tunnistetut mikromuovit olivat µm kokoisia PEST-, PVC-, PE-, PA- ja epoksiresiinifragmentteja, joiden tutkimusryhmä päätteli tulleen muun muassa altaiden pinnoitteista (epoksiresiini), putkistosta (PVC ja PE) ja liittimistä (PA). Pivokonskyn ym. (2018) tulokset eroavat Mintenigin tutkimusryhmän tuloksista paljon. Pivokonsky ym. (2018) löysivät mikromuovia kaikista tutkimistaan näytteistä, alle 10 µm partikkelit olivat selvästi yleisimpiä ja PET, PP ja PE olivat 12 tunnistetusta muovityypistä selvästi yleisimmät. Raakavedessä pitoisuus oli keskimäärin kpl/l ja valmiissa talousvedessä kpl/l, eli pitoisuudet olivat huomattavan paljon korkeammat kuin Mintenigin ym. (2019) tutkimuksessa havaitut. Partikkelityypeistä fragmentteja ja kuituja

40 40 oli runsaimmin. Pivokonskyn tutkimusryhmä huomasi Mintenigin ym. (2019) tutkimuksesta poiketen, että % raakaveden mikromuoveista poistui puhdistuksen aikana. Parempi puhdistusteho vaikutti olevan laitoksilla, joissa käytössä oli saostuksen jälkeinen kaksivaiheinen käsittely (sedimentaatio/flotaatio + hiekkasuodatus ja aktiivihiilisuodatus) verrattuna pelkkään hiekkasuodatukseen. Talousvesistä ja pullotetuista juomavesistä on siis tehty tätä tutkielmaa kirjoittaessa vain muutama tutkimus. Näissä yllä käsitellyissä tutkimuksissa käytetyt menetelmät ja saadut tulokset ovat vaihdelleet paljon. Muun muassa tutkimustiedon vähäisen määrän, menetelmällisten eroavaisuuksien ja kontaminaation määrittämisen suorittamisen vaihtelun vuoksi mikromuovien esiintymisestä tai yleisyydestä talousvesissä ei vielä voida tehdä johtopäätöksiä.

41 41 3. TYÖN TAVOITTEET Tämän pro gradu -tutkielman tarkoituksena oli kehittää talousveden mikromuovianalyysiin soveltuva näytteenotto-, näytteenkäsittely- ja tunnistusmenetelmä, joka on mahdollisimman käytännöllinen talousvesien mikromuovipitoisuuksien seurannassa vedenottamoilla, vesilaitoksilla ja kuluttajan vesipisteessä. Menetelmän kehittämisen pohjana käytettiin mikromuovitutkimuksista ja niissä käytetyistä menetelmistä julkaistua tietoa, jonka perusteella pyrittiin valitsemaan käytettävissä olevien välineiden, laitteistojen ja resurssien sekä näytematriisin kannalta optimaaliset ja yhteensopivat menetelmät näytteenottoon, näytteiden käsittelyyn ja partikkeleiden tunnistukseen. Menetelmän testaus toteutettiin ottamalla ja analysoimalla näytteitä rantaimeytetystä tekopohjavedestä talousvettä valmistavan ja sitä Kuopion kaupunkialueelle jakavan vesilaitoksen puhdistusprosessin eri vaiheista: käsittelemättömästä järvivedestä, rantaimeytetystä tekopohjavedestä, vesilaitokselle saapuvasta tekopohjavedestä, puhdistusprosessin läpikäyneestä suodatetusta vedestä, kulutukseen lähtevästä valmiista vedestä ja kuluttajan hanavedestä. Eri puhdistusvaiheista tapahtuvan näytteenoton tavoitteena oli myös selvittää mahdolliset mikromuovikontaminaation lähteet ja partikkeleiden poistuminen eri puhdistusvaiheiden aikana. Lisäksi löydetyt muovipartikkelit kokofraktioitiin neljään kokoluokkaan ja niiden polymeerityypit selvitettiin. Talousveden mikromuovipitoisuuksien selvittäminen ei kuitenkaan ollut tämän tutkielman päätarkoitus, vaan menetelmän testaamisen ohessa saatavaa hyödyllistä lisätietoa. Tämä tutkielma tarjoaa siis sekä menetelmän mikromuovien tutkimiseen talousvesistä että alustavan katsauksen mikromuovien esiintymiseen kuopiolaisen vesilaitoksen toimittamassa talousvedessä.

42 42 4. AINEISTO JA MENETELMÄT 4.1. LYHYT KUVAUS VESILAITOKSESTA Kuopion Vesi toimittaa talousvettä Kuopion keskusta- ja taajama-alueille ja lukuisille toimintaalueeseensa kuuluville vesiosuuskunnille. Itkonniemen päävesilaitos sijaitsee Kuopion kaupunkialueella ja tuottaa yli m 3 vettä vuorokaudessa (Kuopion Vesi 2019a). Päävesilaitos saa raakavetensä kahdelta tekopohjavettä tuottavalta rantaimeytyslaitokselta. Ensimmäinen rantaimeytyslaitoksista sijaitsee Hietasalon saaressa ja tuottaa tarvittavasta vesimäärästä noin kolmanneksen. Veden suotautumisaika alueella on noin kaksi viikkoa ja suotautumismatka vain m. Siksi orgaanisesta aineksesta poistuu vain noin 50 % tekopohjaveden muodostumisen aikana. Hietasalon saaren laitosalueella on yhteensä kahdeksan siiviläputkikaivoa ja kolme rengaskaivoa suotautuneen tekopohjaveden keräämiseen. Sijainniltaan Hietasalon rantaimeytyslaitos on keskeinen tämän tutkimuksen kannalta, koska saari sijaitsee lähellä tiheästi asutettua kaupunkialuetta ja jätevedenpuhdistamon purkuputkea. Purkuputken pään kohdalla järven virtaukset kulkevat saarta kohti ja myöhemmin ohittavat saaren sen molemmin puolin. Hietasalossa rantaimeytymistä tapahtuu voimakkaimmin juuri purkuputken suunnassa olevilla ranta-alueilla. Hietasalosta rantaimeytetty vesi johdetaan PE-HD-muovista valmistettua siirtoputkea pitkin noin viiden kilometrin päähän Itkonniemen vesilaitokselle. Veden virtaama putkessa on noin m 3 /h. Toinen rantaimeytyslaitoksista sijaitsee Jänneniemellä harvemmin asutetulla alueella noin 20 km Kuopion keskustasta koilliseen. Siellä veden suotautumismatka on yli 500 m ja suotautumisaika noin 2 kk. Suotautumismatka ja -aika ovat Jänneniemellä siis huomattavasti pidemmät kuin Hietasalossa, jolloin orgaanisen aineen poistuminen on Jänneniemen imeytysalueella tehokkaampaa kuin Hietasalossa. Jänneniemen imeytysalueella orgaanisesta aineksesta poistuukin 80 %. Orgaanisen aineksen mikrobiologinen poistuminen kuluttaa kuitenkin vedestä hapen, minkä vuoksi maaperästä liukenee pohjaveteen rautaa ja mangaania. Korkeat rauta- ja mangaanipitoisuudet voivat aiheuttaa niin esteettisiä vedenlaatuongelmia kuin haittoja vesilaitoksen puhdistusprosessien toiminnalle, minkä vuoksi mangaania ja rautaa joudutaan poistamaan sekä Jänneniemen että Hietasalon tekopohjavesistä. Rauta ja mangaani voidaan poistaa Jänneniemen tekopohjavedestä ilman ph:n nostoa, koska Jänneniemen alueen kallioperässä on kalkkikiveä, joka pitää ph:n riittävän korkeana (ph 7,6). Jänneniemen rantaimeytysalueella on viisi siiviläputkikaivoa ja muovisia tarkkailuputkia. Kaivoista vesi johdetaan muoviputkia pitkin tilaan, jossa eri kaivojen vedet yhdistetään. Kaivojen raakavesi esi-ilmastetaan ennen biologista

43 43 pikahiekkasuodatusta 1 m hiekkakerroksen läpi raudan poistamiseksi. Tämän jälkeen vesi ilmastetaan uudelleen ja biologisessa pikahiekkasuodatuksessa poistetaan mangaani ennen veden johtamista alavesisäiliöön. Biologisella pikahiekkasuodatuslaitoksella ei käytetä muovista valmistettuja putkia, altaita tai laitteiden osia. Osa laitoksella tuotetusta vedestä desinfioidaan UVsäteilytyksellä ja johdetaan lähialueen asukkaille. Loput siitä johdetaan desinfioimattomana Itkonniemen päävesilaitokselle 630 mm muovista PE-HD-putkea pitkin 15 km matka. Tässä haarattomassa putkessa veden virtaama on tasainen ja viipymä noin 8 h. Jänneniemellä tuotetaan noin kaksi kolmasosaa kuopiolaisille jaettavasta talousvedestä. Hietasalon vedenottamon tuottama tekopohjavesi puolestaan käsitellään Itkonniemen päävesilaitoksella. Hietasalosta tuleva vesi vaatii monimutkaisemman ja tehokkaamman käsittelyn kuin Jänneniemen vesi, koska se viipyy maaperässä niin lyhyen aikaa, että siinä on vielä jäljellä raudan ja mangaanin ohella runsaasti orgaanista ainetta ja muita epäpuhtauksia. Hietasalosta tulevan raakaveden ph on Jänneniemen vettä alhaisempi ja orgaanisen aineksen poisto laskee sitä entisestään. Itkonniemen vesilaitoksella Hietasalon vesi käsitellään kemiallisesti nostamalla ensin raakaveden ph kalkkimaidolla 8,6:een, minkä jälkeen vesi ilmastetaan ja siihen lisätään hapetuskemikaalia (permanganaatti) raudan ja mangaanin poistamiseksi. Tämän jälkeen tapahtuu koagulointi alumiinisulfaatilla humuksen poistamiseksi. Alumiinisulfaatti muodostaa flokkeja humusaineiden kanssa ja poistaa samalla myös edellisessä vaiheessa hapetettua rautaa ja mangaania. Tässä vaiheessa ph lasketaan tavoitearvoon 6,6 lisäämällä hiilidioksidia, jotta olosuhteet koagulointikemikaalille ovat optimaaliset. Hyvän koagulaation varmistamiseksi veteen joudutaan myös lisäämään 15 % käsittelemätöntä raakavettä, jota otetaan Kallaveden keskisyvyydeltä ja johdetaan Itkonniemen laitokselle muoviputkea (PE-HD) pitkin. Koagulaatiota seuraa hämmennysvaihe suurempien flokkien muodostamiseksi ja flotaatioselkeytys, minkä jälkeen vesi vielä hiekkasuodatetaan. Suodatuksen jälkeen vesi yhdistetään Jänneniemen biologiselta pikahiekkasuodatuslaitokselta johdettuun veteen, jonka jälkeen kaikki vesi kloorataan natriumhypokloriitilla ennen ph:n säätöä kalkilla 7,7:ään. Jäännöskloorin pitoisuus kulutukseen lähtevässä vedessä on noin 0,42 mg Cl 2/l. Muovimateriaaleja ei päävesilaitoksella tai rantaimeytyslaitoksilla tehtävässä vedenkäsittelyssä juuri ole, sillä altaat, putket ja muut rakenteet ovat pääosin betonia, terästä tai jotain muuta materiaalia. Kemikaalien annosteluun käytettävät letkut ovat kuitenkin muovisia. Vesijohtoverkossa suurimmat pääverkostojen putket (> 400 mm) ovat valurautaisia ja betonipinnoitettuja, mutta niitä pienemmät putket ovat ristisilloitetusta PE-HD-muovista valmistettuja. Myös asiakkaiden rakennuksissa olevien vesilaitteistojen putkistot voivat olla muovisia, erityisesti

44 44 uusimmissa tai remontoiduissa kohteissa. Suuremmissa virastoissa, kouluissa ja muissa laitoksissa putkistot koostuvat kuitenkin vielä useimmiten kuparista NÄYTTEET Näytteenottovälineet Työssä näytteiden ottoon käytettiin Julia Talvitien (Talvitie ym. 2015, Talvitie ym. 2017) kehittämää in situ -fraktioivaa suodatusputkisysteemiä ja lasipulloja. Suodatusputken tarkoitus oli vesinäytteissä mahdollisesti olleiden partikkelien konsentrointi suodattimille ja niiden samanaikainen fraktiointi kolmeen eri kokoluokkaan, jotka olivat tässä työssä > 300 µm, µm ja µm. Näytteitä kerättiin lisäksi suoraan näytehanoista lasipulloihin alle 20 µm kokoisten partikkeleiden tutkimiseksi. Pullonäytteenotossa käytettiin tilavuudeltaan yhden litran ja puolen litran lasipulloja (SCHOTT DURAN). Käytettävissä oli sekä välinehuollossa puhdistettuja aiemmissa mikromuovitutkimuksissa käytettyjä pulloja että täysin uusia pulloja. Käytetyistä pulloista valikoitiin työtä varten ehjimmät ja puhtaimmat. Raakavesinäytteille valittiin 0,5 l pullot, koska käsittelemättömän järviveden arveltiin sisältävän talousvettä enemmän analyysiä haittaava orgaanista ainesta ja muita epäpuhtauksia. Ennen käyttöä pullot muovikorkkeineen (PP) pestiin hyvin hanaveden ja pulloharjan avulla. Tämän jälkeen ne vielä huuhdeltiin tislatulla vedellä ennen kuivausta vetokaapissa ylösalaisin käsipyyhepaperien (KATRIN Classic Hand Towel Non Stop M2 Yellow, Metsä Tissue Oyj) päällä. Kuivauksen jälkeen pullojen korkit suljettiin ja pidettiin kiinni näytteenottoon asti. Pullojen puhtaus tarkistettiin vielä silmämääräisesti kuivauksen jälkeen. Suodatusputkisysteemi koostui kovasta muoviputkesta, taipuisasta letkusta, kiinnikkeestä ja virtausmittarista, kuten kuva 1 havainnollistaa. Suodatusputki ja letku olivat molemmat PVCmuovia. Putken halkaisija oli 50 mm ja pituus noin 1,3 m. Se koostui kolmesta yhtä pitkästä läpinäkyvästä sinisestä putkesta, jotka kiinnittyivät toisiinsa harmailla pyörittäen avattavilla muovisilla kiinnikkeillä. Liikkuvan pyöritettävän kiinnittimen vastakappaleena oli suodatinpesä, joita oli yhteensä kolme kappaletta. Suodatusputkeen tarvittiin myös letku, jotta näytevesi saataisiin näytehanasta suodatusputken yläpäähän. Tämän vuoksi noin 2 m pätkä puutarhaletkua kiinnitettiin putkisysteemiin ylösalaisin käännetyn tyhjän muovipullon pohjaosan avulla. Tämän itse tehdyn kiinnikkeen pohjaan leikattiin sopiva aukko, jonka läpi letku saatiin juuri ja juuri työnnettyä. Kiinnike kiinnitettiin systeemiin letkunkiristimellä. Letkun toiseen päähän liitettiin automaattisesti virranneen veden tilavuuden näyttävä virtausmittari (GARDENA,

45 45 Germany) sen omilla kiinnittimillä. Putkisysteemi kiinnitettiin lopuksi statiiviin. Näytteenoton aikana suodatussysteemi oli suljettu, joten ulkopuolisen taustailmakontaminaation riskiä voitiin pitää pienenä. Käytännöllisyyden vuoksi suuri osa systeemin materiaaleista oli muovia. Kuva 1. Suodatusputkisysteemi. Suodatusnäytteenotossa käytettiin lisäksi ympyränmuotoisia (ø = 5,7 cm) nailonverkkosuodattimia, jotka leikattiin suuremmasta planktonverkkokankaasta (PA, Wildco Nets, Wildlife Supply Company) puhtaita saksia käyttäen vetokaapissa. Apuna niiden leikkaamisessa käytettiin pahvista leikattua ympyrää. Verkkoa oli kolmea eri silmäkokoa: 20 µm, 100 µm ja 300 µm. Suodatinverkon säilytyspussit ja petrimaljat (PS) olivat muovisia. Näytteenottovälineet puhdistettiin ja testattiin ennen varsinaista näytteenottoa. Uuden putkisysteemin puhdistus suoritettiin huuhtelemalla kaikki putken osat ensin hanavedellä ja harjaamalla putki kevyesti joka puolelta pulloharjalla. Tämän jälkeen kaikki sen osat huuhdeltiin vielä

46 46 tarkasti tislatulla vedellä. Myös letku ja virtausmittari huuhdeltiin hyvin hanavedellä ja sen jälkeen tislatulla vedellä. Virtausmittari liittimineen oli purettu osiin puhdistuksen aikana. Huuhtelun jälkeen putken osat, virtausmittari ja letku jätettiin kuivumaan vetokaappiin käsipyyhepaperien päälle noin tunniksi ennen systeemin kokoamista ja testinäytteen ottoa laboratorion kylmävesihanasta. Testinäytteenoton havaintojen perusteella näytteenottovälineitä säädettiin ja näytteenoton suorittamista optimoitiin varsinaista näytteenottoa varten. Huuhteluun käytettyä tislattua vettä otettiin PE-HD-muoviseen kanisteriin (Plastex) hanasta, jossa oli kumiletku Näytteenottopisteet Koska työssä haluttiin tutkia sekä kuluttajan hanaveden mahdollista mikromuovikontaminaatiota että talousvedenkäsittelyprosessien mahdollisia vaikutuksia käsiteltävän veden mikromuovipitoisuuksiin, näytteitä otettiin Kuopiossa Hietasalon rantaimeytyslaitokselta, Itkonniemen vesilaitokselta ja Itä-Suomen yliopiston Snellmania -rakennuksesta. Näytteenottopisteitä valittiin kaiken kaikkiaan kuusi, joista otettiin seuraavat vesinäytteet: Itkonniemen vesilaitokselle tuleva Kallaveden keskisyvyyden raakavesi, Hietasalon rantaimeytetty vesi, Itkonniemen vesilaitokselle tuleva Hietasalon rantaimeytetty vesi, Itkonniemen puhdistusprosessin läpikäynyt suodatettu vesi, vesilaitokselta kulutukseen lähtevä valmis talousvesi ja kuluttajan hanavesi. Ensimmäinen näyte oli Kallaveden raakavesinäyte. Raakaveden näytepiste sijaitsi Itkonniemen vesilaitoksella, jonne vesi tuli Kallaveden keskisyvyydeltä muoviputkea (PE-HD) pitkin. Raakaveden mikromuovipitoisuus oli kiinnostuksen kohteena, koska raakavettä lisätään Itkonniemen puhdistusprosessiin koagulaatiovaiheessa ja järvivesi toimii raakaveden lähteenä tekopohjaveden valmistuksessa. Toinen näytepiste sijaitsi Hietasalon saarella olevan rantaimeytyslaitoksen kellaritilassa, josta otettiin näyte rantaimeytetystä vedestä. Hietasalossa siiviläputkikaivoja on yhteensä kahdeksan ja rengaskaivoja kolme. Käytössä ensimmäisenä näytteenottopäivänä olivat siiviläputkikaivot 8 ja 3. Jälkimmäisellä kerralla näyte otettiin vain kaivon 8 vedestä. Kullekin kaivolle oli laitostiloissa oma näytteenottohanansa. Kaivon 8 näytehanassa oli oranssi, noin 4 cm mittainen kumiletku, jota ei poistettu ennen näytteenottoa. Toisessa hanassa ei ollut liitoksia ja näyte otettiin suoraan hanasta. Kolmas näytepiste sijaitsi Itkonniemen vesilaitoksen sisätiloissa osastolla 700, jossa oli näytehana Hietasalosta muoviputkea (PE-HD) pitkin saapuvalle rantaimeytetylle kaivovedelle.

47 47 Osasto 700 ei ollut käytössä näytteenottojen aikana saneeraustyön vuoksi. Kyseinen näytteenottopaikka oli muita ahtaampi ja matalampi. Näytepiste valittiin, koska haluttiin tutkia, irtoaako Hietasalon tekopohjaveden siirtoon käytetystä muoviputkesta mikromuovia. Neljäs näyte oli vesilaitoksella puhdistusprosessin eli ilmastuksen, koagulaatio flokkuloinnin, flotaatioselkeytyksen ja hiekkasuodatuksen läpikäynyt vesi osastolta 600. Tässä vaiheessa veteen ei siis vielä ole lisätty Jänneniemen käsiteltyä tekopohjavettä eikä kloorausta ole suoritettu. Näytepiste haluttiin sisällyttää tutkimukseen, jotta nähtäisiin poistaako puhdistusprosessi mahdollisia muovipartikkeleita raakavedestä ja aiheuttaako itse prosessi tai siihen lisättävä raakavesi muovikontaminaatiota. Viides näyte oli vesilaitokselta kulutukseen lähtevästä vedestä, jossa on siis sekä Hietasalon että Jänneniemen tekopohjavettä. Näytepiste sijaitsi päävesilaitoksen pumppuhuoneessa silloin käynnissä olleen pumpun (tunnus: EJ-805) yhteydessä. Pisteen valinnan tarkoituksena oli selvittää, onko valmiissa kuluttajalle jaettavassa vedessä mikromuoveja ja lisääkö Jänneniemeltä 15 km muoviputkea pitkin tuleva biologisen hiekkasuodatuksen läpikäynyt vesi Itkonniemellä käsitellyn veden mikromuovipitoisuutta. Kuudes näyte oli kuluttajan juomavesinäyte, joka otettiin Itä-Suomen yliopiston Kuopion kampuksen Snellmania -rakennuksen kolmannen kerroksen EM-laboratorion vetokaapin kylmävesihanasta. Kuluttajan hanavesi haluttiin tutkia, jotta mahdollinen muovikontaminaatio ja kontaminaatiotason muutokset vesilaitokselta lähtevän veteen verrattuna voitaisiin havaita Näytteenotto Työssä vesinäytteitä otettiin kahdella rinnakkaisella tavalla: 1) suodattamalla suodatusputkisysteemillä ja 2) laskemalla vettä suoraan hanasta lasipulloihin. Näytteitä otettiin tutkimuksen aikana kahdella eri näytteenottokerralla. Ensimmäinen kaksipäiväinen näytteenotto suoritettiin elokuun 2018 alussa ja jälkimmäinen syyskuun 2018 alussa. Kummallakin kerralla molemmilla näytteenottotavoilla eli suodatusnäytteistä ja pullonäytteistä otettiin kaksi rinnakkaista näytettä, jolloin rinnakkaisia näytteitä oli siis kaikkiaan yhteensä neljä. Näytteenottoajankohtana vesilaitoksella olivat saneeraustyöt vielä käynnissä, mikä huomioitiin näytteenottosuunnitelmassa. Ennen näytteenottoa vettä juoksutettiin näytehanasta kovalla virtauksella aina vähintään viisi minuuttia. Suodatusputkisysteemi koottiin näytteenottopaikalla ja huuhdottiin kokoamisen jälkeen hyvin runsaalla näytevedellä ennen suodattimien lisäämistä suodatinpesiin pinseteillä.

48 48 Suodattimet asetettiin aina samassa järjestyksessä: suurimmasta silmäkoosta pienimpään veden virtaussuunnassa. Suodattimien asettaminen tehtiin aina rivakasti ilmasta peräisin olevan taustakontaminaation välttämiseksi. Tämän jälkeen aloitettiin suodatus. Virtausmittari aktivoitui automaattisesti ja näytti systeemin läpi virranneen veden määrän. Tavoitteena oli suodattaa vettä ensin kaikilla suodattimilla 50 litraa ennen reikäkooltaan pienimmän 20 µm suodattimen poistamista systeemistä. 100 ja 300 µm suodattimilla tavoiteltu vesitilavuus oli yhteensä 200 l käsitellyille vesille ja noin 100 l raakavedelle. Veden laadun vaihtelun vuoksi suodatetun veden määrää jouduttiin kuitenkin muuttamaan näytepistekohtaisesti suodattimien tukkeutumisnopeuden ollessa erilainen. Siinä vaiheessa, kun haluttu vesimäärä oli suodatettu tai pienimmän reikäkoon suodattimen havaittiin tukkeutuvan, poistettiin suodatin avaamalla suodatinpesä ja siirtämällä suodatin pinseteillä omaan rasiaansa (Orthex Jäänalle 0,5 l, kansi PE-LD ja rasia PP) tai muoviselle petrimaljalle (PS), joka suljettiin hyvin. Muutaman näytteen kohdalla tihein suodatin meni niin tukkoon, että vesi ei enää mennyt siitä läpi kohtuullisessa ajassa, minkä vuoksi suodatin jouduttiin poistamaan pienen vesimäärän kanssa. Tämä tehtiin siten, että rasia laitettiin suodatinpesän alle, pesä avattiin ja sitä kallistettiin veden kaatamiseksi rasiaan. Sen jälkeen suodatin siirrettiin normaalisti pinseteillä samaan rasiaan. Tämän jälkeen suodatusta jatkettiin kahdella muulla suodattimella vielä niin kauan, kunnes haluttu vesitilavuus saavutettiin. Sitten suodattimet poistettiin ja siirrettiin omiin rasioihinsa pinsettien avulla. Rinnakkainen suodatusnäyte otettiin samalla tavalla heti ensimmäisen näytteen jälkeen uusille suodattimille. Kun kaikki suodatusnäytteet kulloinkin kyseessä olevasta näytepisteestä oli otettu, otettiin vielä kaksi pullonäytettä laskemalla näytehanasta vettä pullot täyteen. Näytteenottoputki huuhdeltiin hyvin uuden näytepisteen vedellä aina ennen näytteenottoa NÄYTTEENKÄSITTELY Suodatusputkinäytteet Molempien näytetyyppien osalta neljästä rinnakkaisesta näytteestä käsiteltiin ja analysoitiin vain kolme. Valmiiksi näytteenotossa kertaalleen suodatetut ja kokofraktioidut (> 300 µm, µm ja µm) suodatusnäytteet vakuumisuodatettiin FTIR-analyysiä varten laboratoriossa huokoskooltaan 1,2 μm (SPI Silver Membranes, halkaisija 25 mm, SPI Supplies, Structure Probe Inc., West Chester, PA, USA) tai 3,0 μm hopeamembraanisuodattimille

49 49 (Sterlitech 25 mm Silver Membrane Filter, Sterlitech Corporation, Kent, WA, USA) käyttäen vakuumisuodatuslaitteistoa (Whatman GV 025/2, GE Healthcare UK Limited, Buckinghamshire, UK). Suodattimet olivat muovisissa rasioissa paperisuojusten suojaamina. Näytteen kanssa kontaktissa olleet suodatinlaitteiston osat olivat lasia, mutta esimerkiksi suodatuksessa käytetyn pumpun (KNF LAB LABOPORT N86KN.18, KNF Neuberger AB, Freiburg, Germany) oranssi letku oli kumia, suppilon kiristin siniseksi päällystettyä metallia ja suodattimen alusta ja letkuliitin valkoista muovia. Vakuumisuodatus suoritettiin vetokaapissa ilman tehostettua ilmanvaihtoa. Ennen suodatuksen aloittamista suodatuslaitteisto ja metalliset pinsetit huuhdottiin hyvin ensin hanavedellä ja sitten tislatulla vedellä. Pinsetit myös kuivattiin käsipyyhepaperilla (KATRIN Classic Hand Towel Non Stop M2 Yellow, Metsä Tissue Oyj). Tislattu vesi oli muovikanisterissa (PE-HD), joka oli huuhdottu niin sisä- kuin ulkopuolelta tislatulla vedellä kolmesti ennen sen täyttämistä. Täyttöpisteessä hanaan oli kiinnitetty kumiletku, jota käytettiin kanisterin täyttämiseen huuhtelun ja lyhyen veden valutuksen jälkeen. Kanisterin korkki oli sinistä muovia (PE-HD). Vakuumisuodatuslaitteisto koottiin heti huuhtelun jälkeen ja uusi hopeamembraanisuodatin asetettiin paikoilleen juuri puhdistettuja metallipinsettejä käyttäen. Tämän jälkeen ensimmäinen näyterasia avattiin ja sinne kaadettiin noin 50 ml tislattua vettä lasisella mittalasilla, minkä jälkeen kansi suljettiin ja suodatinta huljuteltiin käsin rasiassa noin 30 s. Rasia aukaistiin ja vesi kaadettiin vakuumisuodatuslaitteiston suppiloon pitäen suodattimesta kevyesti kiinni puhtailla pinseteillä, minkä jälkeen suodatus aloitettiin. Veden suodattuessa rasia sisäkansineen ja suodattimineen huuhdeltiin vielä kahdesti yhteensä noin 50 ml tislattua vettä ja tämäkin huuhdevesi kaadettiin suppiloon. Suodatuksen jälkeen hopeamembraanisuodatin siirrettiin huuhdeluilla pinseteillä uudelle muoviselle petrimaljalle (PS) ja sen annettiin kuivua suljettuna huoneenlämpötilassa. Yhden näytteen suodatukseen kaikkine vaiheineen kului aikaa pääosin alle 10 min. Suodatuslaitteiston suppilo ja suodattimen alusta huuhdottiin eri näytteiden välillä runsaalla hanavedellä ja tislatulla vedellä. Myös pinsetit puhdistettiin joka työvaiheen välissä. Joissakin käsittelyissä jouduttiin tekemään poikkeuksia näytteiden ominaisuuksien vuoksi. Kuten aiemmin tekstissä sivulla 48 kuvattiin, muutama suodatin jouduttiin poistamaan näytteenottoputkesta pienen vesimäärän kanssa. Näin ollen näissä näyterasioissa oli jo valmiiksi vettä ennen huljuttelu- ja huuhteluveden lisäämistä. Näytteiden yhdenmukaisuuden varmistamiseksi näihinkin rasioihin lisättiin yhtä paljon tislattua vettä (n. 100 ml) kuin muihin rasioihin. Joillakin näytesuodattimilla voitiin myös havaita runsaasti hiekaksi epäiltyjä tummia ja ruskeita

50 50 partikkeleita, joten myös niiden käsittely poikkesi yllä kuvatusta. Tämän vuoksi huljuttelun jälkeen hiekkaisten näytteiden rasioita pidettiin käsin kallellaan samassa asennossa noin 2 minuuttia, jotta vettä raskaampi aines ehtisi painua pohjaan. Rasian kansi oli auki tämän ajan, jotta laskeutumista voitiin havainnoida. Tämän jälkeen suurin osa vedestä kaadettiin rauhallisesti suppiloon ja suodatus aloitettiin. Huuhteluvettä lisättiin rasiaan noin 25 ml ja rasiaa heilautettiin muutama kerta kevyesti, minkä jälkeen sitä taas pidettiin paikoillaan pari minuuttia ennen veden kaatoa suppiloon. Kaikkea vettä ei taaskaan voitu kaataa suppiloon hiekan vuoksi. Huuhtelu toistettiin vielä kerran, minkä jälkeen rasia suljettiin. Rasiaan jäi siis suodattimen lisäksi pieni määrä vettä ja runsaasti hiekkapartikkeleita. Hiekan päätymistä hopeamembraanisuodattimelle haluttiin välttää, koska lika suodattimella voi estää heijastusmoodissa myöhemmin tehtävän FTIR-analyysin tekemisen. Työn aikana ei käytetty käsineitä, koska muovikontaminaatiota haluttiin välttää. Työvaatteet olivat pääosin puuvillaisia, mutta keinokuituja ei voitu vaatevalinnoilla täydellisesti välttää. Työskennellessä pyrittiin välttämään turhaa liikkumista ja nopeita liikkeitä, jotta ilmavirtaukset pysyisivät tasaisina, eikä vetokaappiin kulkeutuisi ylimääräistä ilmaa mahdollisine muovipartikkeleineen. Muovisia työvälineitä pyrittiin välttämään aina, kun se oli käytännöllisen menetelmän kehittämisen kannalta järkevää Pullonäytteet Pullonäytteet esikäsiteltiin vakuumisuodattamalla ne 20 µm huokoskoon selluloosasuodatinten (Whatman 41 Ashless 90 mm, GE Healthcare UK, Buckinghamshire, United Kingdom) läpi, jotta näytteessä mahdollisesti ollut yli 20 µm partikkeliaines saataisiin poistettua. Ennen suodatuksen aloittamista suodatinlaitteisto (posliininen büchnersuppilo, lasinen imupullo ja kumitiiviste), pieni dekantterilasi ja metallipinsetit huuhdottiin tarkasti ensin hanavedellä ja sitten tislatulla vedellä. Imupullon puhdistuksessa käytettiin myös muovista tiskiharjaa, koska pullo ei ollut uusi ja sen puhtaus haluttiin varmistaa. Välineistön kuivumista ei jääty odottamaan, koska työajan venyminen olisi johtanut välineistön pidempään altistumiseen ilmassa mahdollisesti olleille partikkeleille. Sen vuoksi laitteisto koottiin ja suodatin asetettiin paikoilleen pinsettien avulla heti huuhtelun jälkeen. Suodattimen kiinnittyminen suppiloon varmistettiin lisäämällä pari tippaa tislattua vettä pienestä dekantterilasista kaatamalla. Tämän jälkeen esisuodatus aloitettiin ja näytevesi kaadettiin tasaisesti pullosta

51 51 yhdellä kertaa. Tähän kului aikaa alle 30 s. Suodatuksen loputtua imupullon suu suojattiin alumiinifoliopalalla. Esisuodatuksen jälkeen näytesuodos suodatettiin välittömästi samanlaisille hopeamembraanisuodattimille kuin suodatusputkinäytteet. Näytevettä kaadettiin imupullosta suodatinlaitteiston suppiloon noin 50 ml kerrallaan. Kaatojen välissä pullon suuaukko oli foliolla peitettynä taustakontaminaatioiden vähentämiseksi. Kaikki näytevesi suodatettiin yhdelle suodattimelle. Suodatuksen jälkeen hopeamembraanisuodatin siirrettiin puhtailla pinseteillä muoviselle petrimaljalle. Eri näytteiden välissä molemmat suodatuslaitteistot ja muut välineet huuhdottiin hyvin. Kaikki työvaiheet tehtiin vetokaapissa ilman tehostettua ilmanvaihtoa Nollanäytteiden valmistus ja menetelmien validointi Suodatusmenetelmälle kontaminaation määrittäminen ja menetelmien validointi suoritettiin ns. spiikatuilla nollanäytteillä, joihin oli lisätty tunnettuja muovipartikkeleita. Pullomenetelmälle nollanäytteet ja validointinäytteet jouduttiin tekemään erillisinä jälkeenpäin havaitun, spiikkaukseen käytettyjen validointipartikkeleiden pinnoilla olleen pienikokoisen muovitomun aiheuttaman kontaminaation vuoksi. Vastaavaa kontaminaatiota ei havaittu suodatusmenetelmän näytteissä. Kaikki nolla- ja validointinäytteet tehtiin kolmena rinnakkaisena näytteenä. Pullomenetelmän nolla- ja validointinäytteet olivat kaikki tilavuudeltaan noin 1 l ja suodatusmenetelmän noin 3 l. Pullomenetelmän osalta nollanäytteiden valmistukseen käytettiin Milli-Q -vettä ja kaikkien muiden validointi- ja nollanäytteiden tekoon tislattua vettä. Nolla- ja validointinäytteiden valmistus aloitettiin suodattamalla aiemmin sivulla 49 kuvatulla vakuumisuodatuslaitteistolla tislattua vettä tai Milli-Q -vettä. Ennen suodatusta laitteisto huuhdottiin hyvin ensin hanavedellä ja sitten tislatulla vedellä tai pullonäytteiden kohdalla Milli- Q:lla. Tämän jälkeen laitteisto koottiin ja 0,2 µm huokoskoon Whatman Nuclepore Track-Etch Membrane -polykarbonaattisuodatin (ø = 25 mm) laitettiin paikoilleen puhtailla metallipinseteillä. Tislatun/Milli-Q -veden kaatamiseen käytettiin yllä kuvatusti huuhdeltua lasista dekantterilasia, jolla vettä lisättiin suppiloon noin 50 ml kerrallaan. Ensimmäiset ml suodatettua vettä käytettiin suodatuslaitteiston ja keräyspullon huuhteluun ja kaadettiin pois. Vettä suodatettiin ja kerättiin kuhunkin lasipulloon noin 1,0 l, minkä jälkeen suodatin ja pullo vaihdettiin. Seuraavaksi pullomenetelmän validointinäytteille tehtiin esisuodatus yli 20 μm kokoisen aineksen poistamiseksi samalla tavalla kuin varsinaisille näytteille. Varsinaisista näytteistä poiketen

52 52 suodatuksen jälkeen suodos kaadettiin kuitenkin takaisin validointinäytteen omaan pulloon, jota ei oltu käsitelty uudelleen millään tavoin. Sitten suodatuslaitteisto huuhdeltiin uudelleen, huuhteluvesi kaadettiin pois, uusi suodatin laitettiin paikoilleen ja toinen validointinäyte esisuodatettiin vastaavalla tavalla. Milli-Q -vedestä valmistetut pullomenetelmän nollanäytteet esisuodatettiin myös vastaavalla tavalla, minkä jälkeen ne suodatettiin suoraan hopeamembraanisuodattimille niin kuin varsinaiset näytteetkin. Sekä pullomenetelmän että suodatusmenetelmän validointinäytteisiin lisättiin tunnettuja, punaisia PET-muovista koostuvia mikromuovipartikkeleita. Kuhunkin näytteeseen partikkeleita lisättiin 15 kappaletta ja niiden koko vaihteli noin sadasta mikrometristä jopa yli 900 μm:iin. Lisäys tehtiin kaatamalla muovipartikkeleita lasisesta säilytyspullosta petrimaljalla olleen selluloosasuodattimen (yllä mainittu Whatman 41) päälle, minkä jälkeen puhtailla metallipinseteillä poimittiin yksitellen 15 erikokoista partikkelia toiselle maljalla olevalle suodattimelle. Suodattimella olleiden mikromuovien lukumäärä tarkistettiin, partikkelit kuvattiin ja niiden koko määritettiin käyttämällä kameramikroskooppia (ZEISS Stemi 508, Carl Zeiss Microscopy GmbH, Germany). Työvaiheen aikana partikkelit olivat alttiina taustailmalle. Kuvauksen jälkeen PET-partikkelit poimittiin yksi kerrallaan pinseteillä suodattimelta ja pudotettiin juuri avattuun validointinäytepulloon. Suurimmat partikkelit putosivat sinne hyvin, mutta pienimpien päätymistä pulloon ei voitu täysin varmistaa niiden pienestä koosta johtuen. Kukin pullo oli auki ja alttiina taustailmalle enimmillään kaksi minuuttia. Viimeinen vaihe pullomenetelmän validointinäytteiden käsittelyssä oli suodatus hopeamembraanisuodattimille, joka tehtiin vastaavalla tavalla kuin varsinaisten näytteiden suodatus. Suodatusmenetelmän spiikatut nollanäytteet puolestaan suodatettiin ennen vakuumisuodatusta näytteenotossa käytetyn PVC-suodatusputken läpi lähes samalla tavoin kuin varsinaiset suodatinputkinäytteet. Koska suodatusputkeen johtavaa letkua ei voitu kiinnittää hanaan näiden näytteiden tapauksessa, kaadettiin vesi letkuun muovisuppiloa pitkin, josta se valui virtausmittarin ja letkun läpi suodatusputkeen. Näytteen kaatamisen jälkeen systeemiin kaadettiin vielä 2,0 l myös yllä sivulla 51 kuvatusti suodatettua tislattua vettä suodatetun vesitilavuuden nostamiseksi 3,0 litraan ja näytepulloon ja laitteistoon mahdollisesti tarttuneiden PET-partikkeleiden irrottamiseksi. Lisäyksen jälkeen suodattimet irrotettiin, käsiteltiin ja suodatettiin hopeamembraanisuodattimille FTIR-analyysiä varten samalla tavoin kuin varsinaiset näytteet.

53 PARTIKKELEIDEN TUNNISTUS Näytteiden sisältämien partikkeleiden polymeerityypit selvitettiin Fourier-muunnos-infrapunaspektroskopialla (FTIR). Mikromuovianalyysi tehtiin suoraan kuivilta hopeamembraanisuodattimilta Agilent Cary 670/620 -FTIR-mikroskoopilla 128 x 128 pikselin FPA-detektorilla (MCT) ja 15x objektiivilla (Agilent Technologies, Santa Clara, CA, USA). Ennen mittausta näytesuodatin siirrettiin metallipinsettien avulla tavalliselle objektilasille ja kiinnitettiin kaksipuoleisen teipin avulla. Mittauksen aikana näyte oli mikroskoopissa osittain suojattuna, mutta saattoi vähäisessä määrin altistua ilmasta tulevalle mikromuovikontaminaatiolle. Mittaukset suoritettiin kuvantamalla suodattimen pinnasta heijastusmoodissa spektriresoluutiolla 16 cm -1 spektrialueelta cm -1. Skannausten lukumääräksi valittiin neljä. FPA-detektorin ( tiili ) ala oli 704 µm x 704 µm ja pikselikoko 5,5 µm x 5,5 µm. Näytesuodattimen alasta noin 25 % mitattiin FPA-detektoria käyttäen kuvaamalla yhteensä 245 FPA-tiiltä eli viisi satunnaista 49 tiilen ruutua. Viiden ruudun avulla katsottiin voitavan saada edustavasti kuvattua sekä suodattimen keskiosaa että reuna-alueita. Suurempi ruutujen määrä olisi lisännyt riskiä siihen, että kuvattavat alueet olisivat epähuomiossa menneet päällekkäin. Pienempi määrä olisi puolestaan pidentänyt yhden mittauksen kestoa merkittävästi ja hidastanut datan siirtoa ja käsittelyä. Valituilla asetuksilla yhden näytesuodattimen (neljäsosa alasta) mittaukseen kului yhteensä noin kaksi tuntia. Vain osa näytesuodattimesta päätettiin analysoida, koska kokonaisten suodattimien kuvaamiseen ja FTIRI-mittauksiin olisi kulunut liian kauan aikaa suuren näytemäärän ja aikaa vievän analyysiprosessin vuoksi. Mittausdata analysoitiin tohtori Jes Vollertsenin johdolla tanskalaisen Aalborgin yliopiston mikromuovitutkijoiden ja saksalaisen Alfred Wegenerin Instituutin yhteistyössä kehittämällä MP Hunter v 2.0 -ohjelmalla, jolla näytteestä saaduista spektrikuvista voitiin löytää synteettisistä polymeereistä koostuvat partikkelit automaattisesti vertaamalla mitattuja spektrejä kirjastossa olleisiin referenssispektreihin (Agilent Technologies 2018). Ohjelma laskee myös arvion näytteestä löytyvän muovin massasta muovipartikkeleiden pinta-alojen ja muovityyppien tiheyksien avulla. Tässä työssä spektrivertailu tehtiin aaltolukualueilla ja cm -1. Suurin osa ohjelman automaattisesti havaitsemien muovipartikkeleiden spektrien vastaavuuksista tarkistettiin myös manuaalisesti tulosten varmistamiseksi. Ohjelman spektrikirjastossa olleita muoveja olivat PET, PP, PE-HD, PS, PUR, PVC, ABS, SBR, PMMA, PA-66 ja hapettunut PP. Analyysissä kaikista muovilaaduista käytettiin kolmea eri kirjastospektriä, mutta hapettuneesta PP:sta kahta. Valituilla asetuksilla yhden näytteen analysoimiseen kului aikaa

54 54 noin tunnista 1,5 tuntiin. Suurempi vertailuspektrien määrä olisi lisännyt analyysin kestoa huomattavasti. Toisaalta suurempi kirjastospektrien määrä myös parantaa analyysitulosten tarkkuutta. Työssä vertailuspektrien määrä yritettiin optimoida parhaalla mahdollisella tavalla tulosten laadun ja käytettävissä olleen ajan suhteen. Työn kulku näytteenotosta mittausdatan analysointiin on esitetty kuvassa 2. Kuva 2. Työn kulku vaiheittain näytteenotosta mittausdatan analysointiin. Validointi- ja nollanäytteet mikroskopoitiin ennen FTIR-mittauksia stereomikroskoopilla (Zeiss STEMI 508, Carl Zeiss Microscopy GmbH, Germany) lisättyjen PET-partikkeleiden laskemiseksi ja mahdollisen kontaminaation havaitsemiseksi. Mikroskopointi suoritettiin ilman maljan kannen avaamista partikkelikontaminaation välttämiseksi. Mikroskopoinnin jälkeen suodattimet analysoitiin FTIR:llä samalla tavalla kuin varsinaiset näytteet.

55 55 5. TULOKSET 5.1. NÄYTTEENOTTOMENETELMIEN TOIMIVUUS Suodatusputki oli pääosin toimiva mutta nykymuodossaan epäkäytännöllinen väline mikromuovinäytteiden ottoon talousvesistä. Erityisesti putken käsittely oli sen suuren pituuden takia vaikeaa joissakin näytepisteissä. Putki ei esimerkiksi mahtunut yhteen näytepisteeseen (laitokselle tuleva tekopohjavesi) kokonaisena, jolloin suodatus voitiin tehdä vain kahdella suodattimella poistamalla yksi putken osioista kokonaan. Samassa näytepisteessä putkea jouduttiin lisäksi tukemaan käsin koko suodatuksen ajan. Pääosassa näytepisteitä näytteenotto sujui kuitenkin helpommin, joskin suurikokoinen putki statiiveineen ja letkuineen oli melko kömpelö käsiteltävä. Suodattimien asettaminen ja poistaminen suodatinpesistä oli myös haastavaa putken pituudesta, sen kolmiosaisesta rakenteesta ja pyöritettävistä kiinnikkeistä johtuen, vaikka näytteenotto tehtiin kahden henkilön voimin. Kerran yksi suodattimista jopa putosi sitä poistettaessa, jolloin suodatus jouduttiin tekemään uudelleen. Lisäksi työssä käytettyä virtausmittaria ei pystytty kiinnittämään tavalliseen kotitaloustyyppiseen hanaan kuluttajan hanavesinäytettä ottaessa, koska hanan suuaukko oli liian suuri. Näytteenoton suorittamiseen vaikuttivat putken ominaisuuksien lisäksi veden virtausnopeus ja laatu näytepisteissä. Veden virtausnopeus eri näytepisteiden hanojen välillä oli hyvin vaihtelevaa, mikä vaikutti näytteenottoon kuluvaan aikaan. Virtausnopeus suodatuksessa vaihteli välillä 0,8 9,1 l/min. Suodatetut tilavuudet ja suodatusajat on esitetty raakaveden ja tekopohjaveden osalta taulukossa 1 ja käsiteltyjen vesien osalta taulukossa 2. Kuten taulukosta 2 voidaan havaita, pisimmillään yhden suodatuksen tekemiseen kului yli 60 minuuttia. Hanan vedenpaineen ohella näytteenoton kestoon ja suodatettuun vesitilavuuteen vaikutti myös näytepisteen veden laatu. Veden laadun vaihtelun ja verkkosuodattimien tukkeutumisen vuoksi tavoiteltua tilavuutta ei jokaisen näytteen osalta saavutettu. Tämä oli selkeintä Kallaveden raakavesinäytteiden kohdalla. Kuten taulukko 1 osoittaa, raakavettä saatiin suurimman silmäkoon suodattimilla parhaimmillaankin vain 50 litraa. Tukkeutumista tapahtui raakavesinäytteen lisäksi kuitenkin myös joissakin muissa näytteissä. Esimerkiksi vesilaitokselle tulevan tekopohjaveden runsas hiekkamäärä tukki 20 µm silmäkoon suodattimen lähes välittömästi. Hiekkaa oli myös rantaimeytetyn tekopohjaveden ja prosessin läpi menneen hiekkasuodatetun veden näytteissä. Muutaman näytteen kohdalla (yksi raakavesinäyte ja tekopohjaveden näyte, kaksi suodatetun veden näytettä ja yksi kulutukseen lähtevän veden näyte) pienimmän silmäkoon suodatin meni suodatuksen loppuvaiheessa täysin tukkoon, minkä vuoksi se jouduttiin poistamaan pienen

56 56 vesimäärän kanssa kallistamalla putkisysteemiä. Suodattimien tukkeutumisvaaran vuoksi suodattumista oli välttämätöntä seurata koko näytteenoton ajan. Veden virtausnopeutta jouduttiin joidenkin näytteiden osalta säätämään samasta syystä kesken suodatuksen useitakin kertoja. Taulukko 1. Suodatusputkimenetelmällä raakavedestä ja tekopohjavesistä otettujen mikromuovinäytteiden suodatetut tilavuudet (l) ja suodatusajat (min) rinnakkaisnäytteittäin sekä rinnakkaisten näytteiden yhteenlasketut tilavuudet (l) ja suodatusajat (min). RAA = raakavesi Kallavedestä, HIE = rantaimeytetty tekopohjavesi rantaimeytyslaitokselta, ITU = päävesilaitokselle tuleva rantaimeytetty tekopohjavesi. Näyte RAA 20 µm RAA 100 µm RAA 300 µm HIE 20 µm HIE 100 µm HIE 300 µm ITU 20 µm ITU 100 µm ITU 300 µm SUODATETUT TILAVUUDET JA SUODATUSAJAT RAAKAVEDEN JA TEKOPOHJAVEDEN OSALTA Suodatettu tilavuus (l) Suodatettu tilavuus yhteensä (l) Suodatusaika (min) Kokonaissuodatusaika (min)

57 57 Taulukko 2. Käsitellyistä talousvesistä suodatusputkimenetelmällä otettujen mikromuovinäytteiden tilavuudet (l) ja suodatusajat (min) rinnakkaisnäytteittäin sekä rinnakkaisten näytteiden yhteenlasketut tilavuudet (l) ja suodatusajat (min). PRO = kemiallisesti puhdistettu ja hiekkasuodatettu vesi, KUL = kulutukseen lähtevä, valmis talousvesi ja KH = kuluttajan hanavesi. Näyte SUODATETUT TILAVUUDET JA SUODATUSAJAT KÄSITELLYISSÄ VESISSÄ PRO 20 µm PRO 100 µm PRO 300 µm KUL 20 µm KUL 100 µm KUL 300 µm KH 20 µm KH 100 µm KH 300 µm Suodatettu tilavuus (l) Suodatettu tilavuus yhteensä (l) Suodatusaika (min) , , Kokonaissuodatusaika (min) Pullonäytteenotto onnistui jokaisesta näytepisteestä ilman ongelmia. Näytteen ottaminen tapahtui aina nopeasti, minkä vuoksi pullo ei altistunut taustailmalle kuin hetken ajan. Pullonäytteet oli lisäksi helppo ottaa kaikista näytepisteistä.

58 NÄYTTEENKÄSITTELYMENETELMIEN TOIMIVUUS Suodatusputkinäytteet Suodatusputkinäytteiden käsittely sujui suhteellisen nopeasti. Yhden näytteen käsittelyyn kului aikaa pääosin noin 4 10 minuuttia muutamaa poikkeusta lukuun ottamatta. Yhden päävesilaitokselle tulevan tekopohjaveden 300 µm näytteen ja kahden 20 µm raakavesinäytteen vakuumisuodatukset kestivät kuitenkin noin 20 min näytettä kohden. Tekopohjavesinäytteessä vaikutti olevan jonkin verran hiekkaa, joka saattoi hidastaa suotautumista tukkimalla hopeamembraanisuodattimen huokosia. Raakavedessä puolestaan oli vihreänkellertävää massaa, luultavimmin orgaanista ainesta, joka saattoi olla syy hitaaseen suodatukseen. 1,2 µm huokoskoon hopeamembraanisuodattimien vaihtaminen, kun noin puolet näytteistä oli jo käsitelty, vastaaviin suuremman huokoskoon (3,0 µm) suodattimiin nopeutti suotautumista hieman. Verkkosuodattimilla näkynyt aines vaikutti irtoavan huljutteluvaiheessa niistä kokonaisuudessaan, minkä vahvisti myös muutaman satunnaisen käsitellyn suodattimen jälkimikroskopointi. Valittu huuhteluveden määrä vaikutti siis riittävältä. Huuhteluveden kaataminen säilytysrasiasta vakuumisuodatinlaitteistoon onnistui myös hyvin ilman näytteen hukkaan menoa. Näytteet, joille jouduttiin niiden hiekkaisuudesta johtuen tekemään suurirakeisimman hiekka-aineksen laskeutus suodattimen huljutteluvaiheessa (HIE 20 µm 2, HIE 100 µm 2, HIE 300 µm 2, ITU 100 µm 1 3, ITU 300 µm 1 3), suodattuivat myös hyvin, vaikkakin laskeutus hidasti käsittelyä parilla minuutilla. Vakuumisuodatuksen jälkeen monilla hopeamembraanisuodattimilla näkyi vaihtelevia määriä erikokoisia tummia tai kellertäviä partikkeleita melko tasaisesti suodattimen alalle jakautuneesti. Partikkeleiden koko näytti pääsääntöisesti pienenevän suodattimen silmäkoon mukaisesti eli 300 µm näytteissä partikkeliaines oli suurikokoisinta ja 20 µm pienintä. Joillakin suodattimilla näkyi myös tummaa tai kellertävää värjäytymää, kuten kuvasta 3 voidaan havaita.

59 59 a b Kuva 3. Kellertävän ruskeaa (a) ja tummanharmaata (b) värjäytymää hopeamembraanisuodattimilla Pullonäytteet Näytteenkäsittelyyn kulunut aika vaihteli eri pullonäytteiden välillä merkittävästi. Näyteveden esisuodattaminen 20 µm huokoskoon selluloosasuodattimen läpi oli nopeaa kaikkien näytteiden osalta ja kesti vain noin 30 s. Varsinaiseen hopeamembraanisuodatukseen kulunut aika puolestaan vaihteli paljon. Pullonäytteiden suodattamiseen kului pääosin enemmän aikaa kuin suodatusputkinäytteiden suodattamiseen pullonäytteiden suuremman näytetilavuuden takia. Kuten suodatusputkinäytteidenkin kohdalla, myös pullonäytteiden suodattaminen nopeutui, kun huokoskooltaan suurempi hopeamembraanisuodatin otettiin käyttöön. Näytteiden, jotka suodatettiin 1,2 µm huokoskoon suodattimille, suodattamiseen kului aikaa min. Näytteet, joille käytettiin 3,0 µm suodattimia, suodattuivat 4 12 minuutissa. Nollanäytteiden suodatus kesti 3,0 µm huokoskoon suodattimille 10, 13 ja 23 min. Validointinäytteistä kaksi suodatettiin 1,2 µm huokoskoon suodattimille ja niiden suodatukset kestivät 30 ja 50 min. Kolmas validointinäyte tehtiin 3,0 µm suodattimelle ja sen suodattamiseen kului vain 15 min. Keskimäärin hitaimmin suodattuivat validointinäytteet, kuluttajan hanavesinäytteet ja puhdistusprosessin läpi menneen hiekkasuodatetun veden näytteet. Myös joissakin pullonäytteissä oli edellisessä kappaleessa kuvatun kaltaista värjäytymää. Validointinäytteiden 1 ja 2 käsittelyssä havaittiin silmämääräisesti, että joitakin validointipartikkeleita oli jäänyt näytepulloihin ja suodatuslaitteiston suppiloon. Validointinäytteen 1

60 60 kohdalla pulloon jäi yksi partikkeli ja suppiloon kolme. Toisen näytteen tapauksessa pulloon näytti jäävän kolme partikkelia. Partikkeleiden kirkas punainen väri ja suhteellisen suuri koko mahdollistivat niiden havaitsemisen ilman mikroskooppia tai muita laitteita. Pullonäytteiden käsittelyssä ei suodatuksen hitauden lisäksi ilmennyt suuria ongelmia. Esisuodatus onnistui hyvin ja nopeasti, eikä veden kaatamisessa kummankaan suodatinlaitteiston suppiloon ollut vaikeuksia. Hopeamembraanisuodattimen irrottaminen suodatinlaitteistosta aiheutti välillä haasteita, sillä se saattoi olla tiukasti alustaansa kiinni tarttunut. Muutaman näytteen kohdalla suodatinta irrottaessa suodattimeen tuli siksi naarmuja pinseteistä. Yksi näytesuodattimista (PRO PUL 1) myös heilahti sitä poistettaessa, mikä saattoi aiheuttaa kosteastakin suodattimesta partikkelikatoa. Kyseisen näytteen käsittely poikkesi lisäksi muiden näytteiden käsittelystä. Näyte jouduttiin nimittäin käsittelemään kahteen kertaan, koska näytepulloista oli pulaa ensimmäisen näytteenottopäivän jälkeen ja ensimmäisellä käsittelykerralla esisuodatus jäi tekemättä. Siksi jo käsiteltyä membraanisuodatinta liuotettiin ja ravisteltiin suodatetussa tislatussa vedessä, minkä jälkeen liuos käsiteltiin uudelleen samalla tavalla kuin muutkin näytteet ANALYYSIMENETELMÄN TOIMIVUUS Työssä käytetyt hopeamembraanisuodattimet toimivat hyvin kuvantavassa FTIR-heijastusmittauksessa. Mitatuissa taustaspektreissä näkyi pientä vinoumaa eli taustaspektri ei siis ollut aivan tasainen. Näytteiden spektrit näyttivät puolestaan pääasiassa hyviltä ja niillä oli useimmiten melko tasainen pohjaviiva. Pientä pohjaviivan vinoumaa esiintyi kuitenkin. Jotkut hopeamembraanisuodattimista olivat hieman käpristyneet näytteenkäsittelyssä, mikä hankaloitti FTIRIanalyysiä. Suodattimien kiinnittäminen teipillä mikroskopointilasiin piti suurimman osan suodattimista riittävän tasaisina mittauksia varten, mutta muutaman näytesuodattimen kohdalla kiinnitystavasta huolimatta suodatin ei tasoittunut riittävästi, mikä näkyi joistakin kohdistaan hieman epäselvänä mosaiikkikuvana ja spektrikarttana, kuten kuvan 4 esimerkki osoittaa.

61 61 a b Kuva 4. FTIRI-laitteen kameralla otettu mosaiikkikuva (a) ja FTIRI-analyysin tuottama 7 x 7 FPA-tiilen kokoinen spektrikartta (b) samalta alueelta näytesuodattimelta HIE 100 µm 1. Sekä mosaiikkikuvan että spektrikartan vasemmassa alareunassa voidaan havaita epätarkkuutta. Työssä tarkastelun kohteena olleet partikkelikokoluokat eli partikkelit kooltaan noin kymmenestä mikrometristä muutamaan sataan mikrometriin saatiin tunnistettua hyvin FTIRI-mittauksilla ja niitä seuranneella MP Hunter -analyysillä. Validointinäytteistä tehtyjen havaintojen perusteella parhaiten automaattisella tunnistuksella voitiin tunnistaa partikkeleista pienimmät. Ainoastaan hyvin suuret (esim. yli 500 µm) ja paksut partikkelit eivät soveltuneet hyvin heijastusmittaukseen, koska erityisesti niiden keskiosista mitattu spektri oli huonolaatuisempaa saturaatioefektin vuoksi, mikä johti heikompiin vastaavuuksiin vertailussa kirjastospektreihin. Tästä syystä suuri muovipartikkeli saattoi jäädä tunnistumatta automaattisesti MP Hunter -ohjelmalla ja näkyä ohjelman tuottamassa kuvassa useana pienempänä vierekkäisenä partikkelina, kuten esimerkkikuvasta 5 voidaan havaita. Manuaalisen tarkastelun avulla nämäkin partikkelit voitiin kuitenkin tunnistaa muoveiksi, eikä varsinaisissa näytteissä näin suurikokoisia partikkeleita myöskään ollut kuin pari yksittäistä. Partikkelin paksuuden aiheuttama ongelma automaattisessa tunnistuksessa esiintyikin siis pääasiassa vain validointinäytteiden kohdalla.

62 62 Kuva 5. Mosaiikkikuva kahdesta PET-partikkelista hopeamembraanisuodattimella eräässä validointinäytteessä (a), spektrikartta samasta alueesta (b), MP Hunter -analyysin tuottama lähikuva PET-partikkelista suodatetulla lämpökartalla (c) ja lopullisella mikromuovikartalla (d) ja spektri parhaan osuman kohdalta kyseisestä partikkelista (e). Punainen rengas osoittaa näytespektrin piikin ylittävän käytetyn asteikon (saturaatio).

63 63 Suurin osa validointinäytteisiin lisätyistä PET-partikkeleista löytyi vielä näytteenkäsittelyn jälkeen hopeamembraanisuodattimilta mikroskopoimalla. Kuten taulukko 3 osoittaa, suodatusnäytteissä lisättyjen partikkeleiden talteen saanti oli mikroskopointivalidoinnin perusteella parempaa kuin pullonäytteissä. Suodattimille jääneet validointimuovipartikkelit voitiin löytää myös FTIRI-analyysillä, mutta kuvatulta suodattimen neljäsosalta löydettyjen partikkeleiden määrien ekstrapoloiminen koko suodattimen alalle neljällä kertomalla johti merkittävästi yli sataprosenttisiin saantoihin, kuten taulukosta 3 myös voidaan havaita. Kaiken kaikkiaan valittu näytteenkäsittely- ja analyysimenetelmä näytti silti toimivan melko hyvin partikkeleiden saannon ja tunnistuksen osalta. Taulukko 3. Suodatusputkimenetelmän (VAL S1 3) ja pullomenetelmän (VAL P1 3) validointinäytteisiin lisättyjen PET-partikkeleiden lukumäärät (kpl), näytteenkäsittelyiden jälkeen näytesuodattimilla mikroskopoimalla havaittujen PET-partikkeleiden lukumäärät (kpl) ja keskiarvot talteen saatujen partikkeleiden osuuksista (%) menetelmittäin, FTIRI-analyysillä havaittujen PET-partikkeleiden lukumäärät (kpl) kuvattua suodattimen neljäsosaa kohden ja koko suodattimelle ekstrapoloituna sekä menetelmäkohtaiset keskiarvot FTIRI-analyysillä saatujen ekstrapoloitujen partikkelimäärien suhteesta (%) näytteisiin lisättyihin partikkelimääriin. Näyte Lisätyt partikkelit (kpl) Mikroskopoiden havaitut partikkelit (kpl) VALIDOINNIN TULOKSET Mikroskopoiden havaitut partikkelit (%) FTIRI-analyysillä havaitut partikkelit kuvatulla alalla (kpl) FTIRI-analyysillä havaitut partikkelit ekstrapoloituna koko suodattimelle (kpl) VAL S VAL S VAL S VAL P VAL P VAL P FTIRI-analyysillä havaitut partikkelit ekstrapoloituna koko suodattimelle (%) > 100 > NOLLANÄYTTEET JA MIKROMUOVIKONTAMINAATIO Kaikissa nollanäytteissä havaittiin mikromuovikontaminaatiota. Näytteissä havaittiin FTIRI/MP Hunter -analyysillä lisäksi puuvilla- ja muita luonnonkuituja, mutta niiden määriä ei

64 64 selvitetty tarkemmin. FTIRI:llä löydettyjen muovipartikkeleiden lukumäärät nollanäytteissä vaihtelivat rinnakkaisten näytteiden välillä; suurinta vaihtelu oli > 300 µm ja < 20 µm kokoluokkien näytteissä. Pienimmässä kokoluokassa (< 20 µm) oli keskimäärin korkein mikromuovipitoisuus, yli 9 muovipartikkelia vesilitraa kohden. Vähiten mikromuovikontaminaatiota oli puolestaan µm kokoluokassa, kuten taulukosta 4 voidaan havaita. Samassa taulukossa on myös esitetty neljäsosasuodattimella havaittujen partikkelimäärien perusteella lasketut mikromuovipitoisuudet 100 litraa kohden sekä vastaava koko suodattimelle ekstrapoloitu mikromuovipitoisuus ja MP Hunter -ohjelman partikkeleiden pinta-alojen ja muovityyppien tiheyksien avulla laskema arvio 100 litrasta löytyvästä muovimassasta. Ekstrapolointi tehtiin sillä oletuksella, että partikkelit jakautuvat hopeamembraanisuodattimelle suodatuksen aikana satunnaisesti ja homogeenisesti. Validointiin käytettyjen PET-partikkeleiden lukumäärät (15 kpl/näyte) vähennettiin suodatusmenetelmän spiikattujen nollanäytteiden mikromuovipitoisuuksista, jolloin jäljelle jäänyt pitoisuus oli nollanäytteen mikromuovikontaminaatio. Taulukko 4. Nollanäytteiden tilavuudet (l), kuvatulla suodattimen alalla havaittujen partikkeleiden lukumäärät (kpl) näytteittäin, kuvatulla alueella havaittujen mikromuovien keskimääräiset pitoisuudet kokoluokittain (kpl/l ja kpl/100 l), koko suodattimen alalle ekstrapoloidut keskiarvopitoisuudet (kpl/l ja kpl/100 l) kokoluokittain sekä arvio muovin massasta vesitilavuudessa (µg/100 l). Kokoluokka (µm) < > 300 NOLLANÄYTTEIDEN MIKROMUOVIT JA NIIDEN PITOISUUDET Näyte V (l) Partikkelit kuvatulla alueella (kpl) 1 1, , , , , , , , , , , ,00 4 C kuvattu (kpl/l) C ekstrap. (kpl/l) C kuvattu (kpl/100 l) C ekstrap. (kpl/100 l) m arvio (μg/100 l) 9,3 37,6 930,2 3720,9 51,2 5,8 23,3 577,8 2311,1 93,8 1,8 7,2 177,8 711,1 37,2 2,4 9,9 244,4 977,8 78,1

65 65 Nollanäytteistä löydetyt partikkelit koostuivat viidestä eri polymeerityypistä: PET, PP, PE, PS ja PVC. Näistä selvästi yleisimmät olivat PET ja PP, kuten kuva 6 osoittaa. Tyyppien jakaumassa oli eroa pullonäytteiden ja suodatusnäytteiden välillä; suodatusnäytteissä PET ja PP olivat yleisimmät muovityypit, kun taas pullonäytteissä selvästi yleisin tyyppi oli PP. Kuva 6. Molempien näytetyyppien nollanäytteissä havaittujen muovipartikkeleiden, pois lukien validointipartikkelit, muovityyppien suhteelliset osuudet (%). PE = polyeteeni, PET = polyetyleenitereftalaatti, PP = polypropeeni, PS = polystyreeni, PVC = polyvinyylikloridi TALOUSVEDEN MIKROMUOVIPITOISUUDET JA POLYMEERITYYPIT Suodatusputkinäytteiden mikromuovipitoisuudet Suurimmassa osassa suodatusnäytteistä havaittiin mikromuoveja. Kaikkien näytepisteiden vedestä löytyi muovipartikkeleita ainakin kahden suurimman kokoluokan näytteissä. Raakavedessä µm kokoisia mikromuoveja ei havaittu lainkaan, mutta kahdessa suuremmassa kokoluokassa raakaveden mikromuovipitoisuudet olivat kaikista näytepisteistä korkeimmat. Vesilaitokselle tulevan tekopohjaveden näytepisteestä µm kokoluokan suodatusnäytettä ei saatu ollenkaan. Kaikissa käsitellyissä vesissä ja Hietasalon rantaimeytetyssä tekopohjavedessä µm kokoluokassa mikromuoveja oli selkeästi eniten, kuten kuvasta 7 voidaan

66 MIKROMUOVIPITOISUUS (KPL/100 L) 66 havaita. Kemiallisesti käsitellyssä ja sen jälkeen hiekkasuodatetussa vedessä oli kaikista näytepisteistä eniten mikromuoveja. KOKO SUODATTIMELLE EKSTRAPOLOITU MIKROMUOVIPITOISUUS (KPL/100 L) SUODATUSNÄYTTEISSÄ µm µm > 300 µm 20 0 RAA HIE ITU PRO KUL KH NÄYTEPISTE Kuva 7. Koko suodattimen pinta-alalle ekstrapoloidut kokoluokkakohtaiset mikromuovipitoisuudet (kpl/100 l) suodatusnäytteissä näytepisteittäin. RAA = raakavesi Kallavedestä, HIE = rantaimeytetty tekopohjavesi rantaimeytyslaitokselta, ITU = päävesilaitokselle tuleva rantaimeytetty tekopohjavesi, PRO = kemiallisesti puhdistettu ja hiekkasuodatettu vesi, KUL = kulutukseen lähtevä, valmis talousvesi ja KH = kuluttajan hanavesi. Suodatusnäytteistä kemiallisesti käsitellyssä ja sen jälkeen hiekkasuodatetussa vedessä oli myös muovimassana arvioituna eniten mikromuovia. Kuten kuva 8 havainnollistaa, keskimäärin vähiten muovia oli päävesilaitokselle tulevassa rantaimeytetyssä tekopohjavedessä (ITU) ja kulutukseen lähtevässä valmiissa talousvedessä. ITU-näytepisteen tuloksissa on kuitenkin huomioitava, että µm kokoluokan näytteitä ei näytepisteestä saatu otettua olleenkaan. Tämän lisäksi tulokset muovimassoista ovat vain suuntaa antavia arvioita, sillä muovipartikkelien massat olivat analyysiohjelman laskemia partikkeleiden pinta-aloihin perustuvia arvioita ja partikkelien lukumäärät ekstrapoloitiin koko suodattimelle.

67 MASSAPITOISUUS (µg/100 L) 67 ARVIO MUOVIN MASSASTA SUODATUSNÄYTTEISSÄ (µg/100 L) 14,0 12,0 10,0 8,0 6,0 4,0 2,0 0,0 RAA HIE ITU PRO KUL KH NÄYTEPISTE Kuva 8. Arviot muovin massasta (µg) 100 litrassa vettä näytepisteittäin koko suodattimelle ekstrapoloituna. RAA = raakavesi Kallavedestä, HIE = rantaimeytetty tekopohjavesi rantaimeytyslaitokselta, ITU = päävesilaitokselle tuleva rantaimeytetty tekopohjavesi, PRO = kemiallisesti puhdistettu ja hiekkasuodatettu vesi, KUL = kulutukseen lähtevä, valmis talousvesi ja KH = kuluttajan hanavesi Pullonäytteiden mikromuovipitoisuudet Alle 20 µm kokoisia partikkeleita löytyi Hietasalon rantaimeytettyä tekopohjavettä lukuun ottamatta kaikista näytepisteistä. Mikromuovipitoisuudet olivat myös huomattavasti suurempia kuin suodatusnäytteissä. Esimerkiksi kemiallisesti käsitellyssä ja hiekkasuodatetussa vedessä alle 20 µm kokoluokan partikkeleita oli noin 5 kertaa enemmän kuin vastaavan suodatusnäytteen µm fraktiossa, mikäli molempien näytteenottomenetelmien tulokset ekstrapoloidaan 100 litraan. Kuten kuva 9 osoittaa, pullonäytteiden osalta kulutukseen lähtevässä talousvedessä ja käyttäjän hanavedessä mikromuovipitoisuudet olivat pienemmät kuin muissa näytepisteissä, joista muovipartikkeleita ylipäätään löytyi.

68 MIKROMUOVIPITOISUUS (kpl/l) 68 KOKO SUODATTIMELLE EKSTRAPOLOITU MIKROMUOVIPITOISUUS PULLONÄYTTEISSÄ (kpl < 20 µm/l) RAA HIE ITU PRO KUL KH NÄYTEPISTE Kuva 9. Koko suodattimen pinta-alalle ekstrapoloidut mikromuovipitoisuudet (kpl < 20 µm/l) pullonäytteissä näytepisteittäin. RAA = raakavesi Kallavedestä, HIE = rantaimeytetty tekopohjavesi rantaimeytyslaitokselta, ITU = päävesilaitokselle tuleva rantaimeytetty tekopohjavesi, PRO = kemiallisesti puhdistettu ja hiekkasuodatettu vesi, KUL = kulutukseen lähtevä, valmis talousvesi ja KH = kuluttajan hanavesi. Pullonäytteissä muovimassana arvioituna selvästi eniten mikromuovia oli vesilaitokselle tulevassa tekopohjavedessä, kuten kuva 10 osoittaa. Muissa näytepisteissä, joista muovipartikkeleita löytyi, muovimassapitoisuudet olivat tasaisen alhaisia laitokselle tulevan tekopohjaveden pitoisuuksiin verrattuna.

69 MASSAPITOISUUS (µg/l) 69 ARVIO MUOVIN MASSASTA PULLONÄYTTEISSÄ (µg/l) 0,30 0,25 0,20 0,15 0,10 0,05 0,00 RAA HIE ITU PRO KUL KH NÄYTEPISTE Kuva 10. Arviot muovin massasta (µg/l) näytepisteittäin koko suodattimelle ekstrapoloituna. RAA = raakavesi Kallavedestä, HIE = rantaimeytetty tekopohjavesi rantaimeytyslaitokselta, ITU = päävesilaitokselle tuleva rantaimeytetty tekopohjavesi, PRO = kemiallisesti puhdistettu ja hiekkasuodatettu vesi, KUL = kulutukseen lähtevä, valmis talousvesi ja KH = kuluttajan hanavesi Partikkeleiden polymeerityypit Tutkituissa talousvesinäytteissä yleisin muovityyppi oli polystyreeni. Myös polypropeenin ja PET-muovin osuudet muoviksi tunnistetuista partikkeleista olivat huomattavat, kuten kuva 11 osoittaa. Vain pieni osa partikkeleista oli polyeteeniä tai PVC:tä. Muita polymeerityyppejä näytteissä ei havaittu.

70 70 Kuva 11. Talousvesissä havaittujen mikromuovipartikkeleiden muovityyppien suhteelliset osuudet (%). PE = polyeteeni, PET = polyetyleenitereftalaatti, PP = polypropeeni, PS = polystyreeni, PVC = polyvinyylikloridi. Havaittujen muovityyppien lukumäärät ja kunkin tyypin yleisyys vaihtelivat näytepisteiden välillä. Kaikkien näytepisteiden vedestä löytyi PET-, PP- ja PS-muovia. Hietasalon tekopohjavedestä, kulutukseen lähtevästä talousvedestä ja käyttäjän hanavedestä löydettiin kaikkia viittä yllä mainittua muovityyppiä. Sekä raa assa järvivedessä että kulutukseen lähtevässä talousvedessä selvästi yleisin muovityyppi oli PET ja toiseksi yleisin oli PP. Hietasalon rantaimeytetyn tekopohjaveden näytteissä ja päävesilaitokselle tulevassa Hietasalon vedessä yleisin tyyppi oli PP. Puhdistusprosessin läpi menneessä suodatetussa talousvedessä ja kuluttajan hanavedessä oli puolestaan hyvin runsaasti polystyreeniä, joka oli kummankin näytepisteen vedessä selvästi yleisin muovityyppi, kuten kuvasta 12 voidaan havaita. Nollanäytteisiin verrattuna selkein ero muovityypeissä oli juuri polystyreenin yleisyydessä, sillä nollanäytteissä sitä oli vain vähän.

71 71 Kuva 12. Tutkittujen vesinäytteiden muovityyppien suhteelliset osuudet (%) näytepisteittäin. PE = polyeteeni, PET = polyetyleenitereftalaatti, PP = polypropeeni, PS = polystyreeni, PVC = polyvinyylikloridi.